Вплив різних режимів ліофілізації на білковий склад сироватки кордової крові людини
Анотація
Актуальність. Сучасна медицина стикається з необхідністю мінімізації побічних ефектів медикаментозного лікування важких захворювань, зокрема онкопатологій. Одним з перспективних підходів є застосування сироватки кордової крові як джерела регенеративних компонентів для підтримки організму пацієнтів. Сироватка містить широкий спектр факторів росту, цитокінів та імуносупресивних клітин, що сприяють відновленню тканин та регуляції імунної відповіді. Важливим завданням є збереження біологічної активності білкових фракцій сироватки пуповидної крові при тривалому зберіганні. Ліофілізація розглядається як один із найбільш ефективних методів стабілізації біологічних речовин. Проте оптимальний температурний режим для збереження білків СКК під час ліофілізації потребує подальшого дослідження.
Мета — оцінити вплив різних режимів ліофілізації на склад і стабільність білків сироватки кордової крові.
Матеріали і методи. Досліджували сироватку кордової крові після заморожування до -20 °С та ліофілізації з попереднім охолодженням до -20 °С та до -80 °С. Визначали загальний вміст білку стандартним набором для визначення, залишок сухої речовини зважували на аналітичних вагах. Білковий склад вивчали методами спектрофлуориметрії та електрофорезу в поліакриламідому гелі. Спектрофлуориметрично аналізували залишки ароматичних амінокислот (тирозин-триптофан, триптофан). Електрофоретично досліджували піки у протеїнових профілях аналітичних зразків та порівнювали збереженість біоматеріалу.
Результати. Було показано, що заморожування та ліофілізація при -80 °С забезпечують високу стабільність кількості білкових фракцій без значної втрати загальної кількості білку або її структурних змін. Натомість ліофілізація при -20 °С супроводжувалася достовірним зниженням загальної кількості білку та білкових фракцій, зміною структури білку, що свідчить про агрегацію, денатурацію та деградацію білкових молекул. Денситограма ліофілізованої сироватки кордової крові при охолоджені до -80 °С була значно наближеною до результату замороженого зразка, у той час, як аналіз піків ліофілізованої сироватки при охолоджені до -20 °С показав значне зниження показників.
Висновки. Ліофілізація СКК людини з попереднім охолодженням -80°C дозволяє зберегти концентрацію білку, кількість фракцій та структуру білків за даними електрофорезу та спектрофлуориметрії. Ліофілізація СКК з попереднім охолодженням -20°C значно знижує концентрацію білку, кількість фракцій та змінює структуру білків у порівнянні з замороженою СКК.
Завантаження
Посилання
Zhang P, Chen Z, Lu D, Wu Y, Fan M, Qian J, Ge J. Overexpression of COX5A protects H9c2 cells against doxorubicin-induced cardiotoxicity. Biochem Biophys Res Commun. 2020;524(1):43–9. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2020.01.013
Wu BB, Leung KT, Poon EN. Mitochondrial-targeted therapy for doxorubicin-induced cardiotoxicity. Int J Mol Sci. 2022;23(3):1912. https://doi.org/10.3390/ijms23031912
He L, Liu F, Li J. Mitochondrial sirtuins and doxorubicin-induced cardiotoxicity. Cardiovasc Toxicol. 2021;21(3):179–91. https://doi.org/10.1007/s12012-020-09626-x
Montague C, Holt Y, Vlok M, Dhanraj P, Boodhoo K, Maartens M, et al. Combined therapeutic use of umbilical cord blood serum and amniotic membrane in diabetic wounds. Biochimie. 2024;227(Pt A):193–204. https://doi.org/10.1016/j.biochi.2024.07.012
Bizymi N, Georgopoulou A, Mastrogamvraki N, Matheakakis A, Gontika I, Fragiadaki I, et al. Myeloid-derived suppressor cells (MDSC) in the umbilical cord blood: biological significance and possible therapeutic applications. J Clin Med. 2022;11(3):727. https://doi.org/10.3390/jcm11030727
Azizi R, Aghebati-Maleki L, Nouri M, Marofi F, Negargar S, Yousefi M. Stem cell therapy in Asherman syndrome and thin endometrium: stem cell-based therapy. Biomed Pharmacother. 2018;102:333–43. https://doi.org/10.1016/j.biopha.2018.03.091
Bae SH, Jo A, Park JH, Lim CW, Choi Y, Oh J, et al. Bioassay for monitoring the anti-aging effect of cord blood treatment. Theranostics. 2019;9(1):1–10. https://doi.org/10.7150/thno.30422
Castellano JM, Mosher KI, Abbey RJ, McBride AA, James ML, Berdnik D, et al. Human umbilical cord plasma proteins revitalize hippocampal function in aged mice. Nature. 2017;544:488–92. https://doi.org/10.1038/nature22067
Maharajan N, Cho GW, Choi JH, Jang CH. Regenerative therapy using umbilical cord serum. In Vivo. 2021;35(2):699–705. https://doi.org/10.21873/invivo.12310
Ang LP-K, Do TP, Thein ZM, Reza HM, Tan XW, Yap C, et al. Ex vivo expansion of conjunctival and limbal epithelial cells using cord blood serum–supplemented culture medium. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2011;52(9):6138–47. https://doi.org/10.1167/iovs.10-6527
Huang L, Critser PJ, Grimes BR, Yoder MC. Human umbilical cord blood plasma can replace fetal bovine serum for in vitro expansion of functional human endothelial colony-forming cells. Cytotherapy. 2011;13(6):712–21. https://doi.org/10.3109/14653249.2010.548380
Triebel J, Markl-Hahn H, Harris D, Bertsch T. High resolution continuous elution electrophoresis for the evaluation of low abundance serum proteins. Clin Lab. 2022;68(4). https://doi.org/10.7754/Clin.Lab.2021.210827
Karunnanithy V, Abdul Rahman NHB, Abdullah NAH, Fauzi MB, Lokanathan Y, Min Hwei AN, Maarof M. Effectiveness of Lyoprotectants in Protein Stabilization During Lyophilization. Pharmaceutics. 2024;16(10):1346. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics16101346
Butreddy A, Yadav JK, Ajjarapu S, Sarabu S, Dudhipala N. Instability of therapeutic proteins — An overview of stresses, stabilization mechanisms and analytical techniques involved in lyophilized proteins. Int J Biol Macromol. 2021;167:309–25. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2020.11.188
Prado NO, Lalli LA, Blanes L., Zanette DL, Aoki MN. Lyophilization of molecular biology reactions: A review. Mini-Rev Med Chem. 2023;23(4):480–496. https://doi.org/10.2174/1389557522666220802144057
Zaza M, Kalkwarf KJ, Holcomb JB. Dried Plasma. In: Damage Control Resuscitation. Identification and Treatment of Life-Threatening Hemorrhage. PC Spinella, ed. 2020. p. 145–62. https://doi.org/10.1007/978-3-030-20820-2_8
Fan X, Shi Y, Li R, Yang R, Yang X, Hang F, et al. Preliminary study on the effect of pre-freezing methods on lyophilization quality and storage stability of probiotics. Drying Technol. 2024;42(9):1480–92. https://doi.org/10.1080/07373937.2024.2361351
Sang Y, Wang J, Zhang Y, Gao H, Ge S, Feng H, et al. Influence of temperature during freeze-drying process on the viability of Bifidobacterium longum BB68S. Microorganisms. 2023;11(1):181. https://doi.org/10.3390/microorganisms11010181
Pogozhykh D, Pogozhykh O, Prokopyuk V, Kuleshova L, Goltsev A, Blasczyk R, et al. Influence of temperature fluctuations during cryopreservation on vital parameters, differentiation potential, and transgene expression of placental multipotent stromal cells. Stem Cell Res Ther. 2017;8:66. https://doi.org/10.1186/s13287-017-0512-7
Felicit. Insrtuctions [Internet]. [cited 2025 Apr 30]. Available from: http://felicit.com.ua/instructions
Devanesan S, AlSalhi MS, Masilamani V, Alqahtany F, Rajasekar A, Alenazi A, et al. Fluorescence spectroscopy as a novel technique for premarital screening of sickle cell disorders. Photodiagnosis Photodyn Ther. 2021;34:102276. https://doi.org/10.1016/j.pdpdt.2021.102276
Nowakowski AB, Wobig WJ, Petering DH. Native SDS-PAGE: high resolution electrophoretic separation of proteins with retention of native properties including bound metal ions. Metallomics. 2014;6(5):1068–78. https://doi.org/10.1039/c4mt00033a
Ladokhin AS. Fluorescence spectroscopy in peptide and protein analysis. In: RA Meyers, editor. Encyclopedia of Analytical Chemistry: applications, theory, and instrumentation. Chichester; New York: John Wiley & Sons Ltd. 2000. p. 5762–79. https://doi.org/10.1002/9780470027318.a1611
Freifelder D. Physical biochemistry: applications to biochemistry and molecular biology. San Francisco: W.H. Freeman and Company, 1976. 570 p. Available from: https://catalog.nlm.nih.gov/permalink/01NLM_INST/1o1phhn/alma994868803406676
Trenkenschuh E, Richter M, Heinrich E, Koch M, Fuhrmann G, Friess W. Enhancing the stabilization potential of lyophilization for extracellular vesicles. Adv Healthc Mater. 2022;11(5):2100538. https://doi.org/10.1002/adhm.202100538
Li Z, Zhu K, Ren L, Yuan X. Sulfonium-containing glycopolypeptides tethering trehalose for protein stabilization. ACS Macro Lett. 202215;11(11):1278–84. https://doi.org/10.1021/acsmacrolett.2c00508
Yuan F, Li YM, Wang Z. Preserving extracellular vesicles for biomedical applications: consideration of storage stability before and after isolation. Drug Deliv. 2021;28(1):1501–9. https://doi.org/10.1080/10717544.2021.1951896
Авторське право (c) 2025 В. С. Гойдіна, Є. О. Посохов, Ю. Г. Кот, О. А. Наконечна, В. Ю. Прокопюк
Цю роботу ліцензовано за Міжнародня ліцензія Creative Commons Attribution 4.0.
Автори, які публікуються у цьому журналі, погоджуються з наступними умовами:
- Автори залишають за собою право на авторство своєї роботи та передають журналу право першої публікації цієї роботи на умовах ліцензії Creative Commons Attribution License, котра дозволяє іншим особам вільно розповсюджувати опубліковану роботу з обов'язковим посиланням на авторів оригінальної роботи та першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Автори мають право укладати самостійні додаткові угоди щодо неексклюзивного розповсюдження роботи у тому вигляді, в якому вона була опублікована цим журналом (наприклад, розміщувати роботу в електронному сховищі установи або публікувати у складі монографії), за умови збереження посилання на першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Політика журналу дозволяє і заохочує розміщення авторами в мережі Інтернет (наприклад, у сховищах установ або на особистих веб-сайтах) рукопису роботи, як до подання цього рукопису до редакції, так і під час його редакційного опрацювання, оскільки це сприяє виникненню продуктивної наукової дискусії та позитивно позначається на оперативності та динаміці цитування опублікованої роботи (див. The Effect of Open Access).
