Розподіл хелату європію в ліпідний бішар за даними гасіння флуоресценції n-терфенілу й пірену
Ключові слова:
хелат європію, ліпосоми, флуоресцентні зонди, гасіння флуоресценції
Анотація
Метод гасіння флуоресценції є ефективним засобом одержання важливої інформації, стосовно
різних властивостей біофізичних і біохімічних систем. У даній роботі гасіння флуоресценції двох
флуоресцентних зондів пірену й п-терфенілу хелатом європію спостерігалося у фосфатидилхолінових ліпосомах. Хелати європію належать до нового класу потенційних протипухлинних препаратів з високою цитотоксичною активністю. Ці сполуки також привертають особливу увагу при використанні їх у біомедичних дослідженнях та діагностиці, оскільки їхні спектральні характеристики є оптимальними для зменшення внесків розсіювання біологічних зразків і фонової флуоресценції. Однак застосування таких лікарських препаратів у вільній формі обмежено їхньою високою токсичністю й метаболічною нестабільністю. Один з методів збільшення ефективності подібних ліків засновується на використанні різних систем постачання, наприклад – ліпосом. Застосування ліпосомальних нанопереносників фармакологічних препаратів має наступні переваги: повну біосумісність, здатність переносити як ліпофільні, так і гідрофільні з'єднання, зменшення токсичності, збільшення терапевтичного індексу й т. і. Дана робота була зосереджена на дослідженні взаємодії хелата європію (позначеного в роботі як V10) з ліпідним бішаром. Було знайдено, що інтенсивність флуоресценції локалізованих у мембрані зондів пірену й п-терфенілу зменшувалася при збільшенні концентрації препарату. Це свідчить про те, що V10 є ефективним гасником флуоресценції цих зондів. Спостережуване гасіння флуоресценції є результатом зіткнення даних флуорофорів із молекулами препарату, що проникли у бішар. Отримані результати були чисельно проаналізовані у рамках моделі динамічного гасіння.
Завантаження
##plugins.generic.usageStats.noStats##
Посилання
1. Maheswari K.U. Lipid bilayer–methotrexate interactions: A basis for methotrexate neurotoxicity // Curr. Sci. 2001. V. 81(5). P. 571-574.
2. Zeimer R.C. et al. A potential method for local drug and dye delivery in the ocular vasculature // Investigative ophthalmology & Visual Sci. 1988. V. 29(7). P. 1179-1183.
3. Torchilin V.P. Recent advances with liposomes as pharmaceutical carriers // Nat. Rev. Drug Discovery. 2005. V. 4. P. 145-160.
4. Cavalcanti L.P. et al. Drug loading to lipid-based cationic nanoparticles // Nucl. Instrum. Methods Phys. Res., Sect. B. 2005. V. 238. P. 290-293.
5. Moses A.M. et al. Advancing the field of drug delivery: taking aim at cancer // Cancer Cell. 2003. V. 4. P. 337-341.
6. Gallia G.L., Brem S., Brem H. Local treatment of malignant brain tumors using implantable chemotherapeutic polymers // J Natl. Compr. Canc. Netw. 2005. V. 3(5). P. 721-728.
7. Rawat M. et al. Lipid carriers: a versatile delivery for proteins and peptides // Yakugaku Zasshi. 2008. V. 128(3). P. 269-280.
8. Shaheen S.M. et al. Liposome as a carrier for advanced drug delivery // Pak. J. Biol. Sci. 2006. V. 9(6). P. 1181-1191.
9. Yamauchi M. et al. Release of drugs from liposomes varies with particle size // Biol. Phar. Bull. 2007. V. 30(5). P. 963-966.
10. Cereda C.M.S. et al. Regional anesthesia and pain. Liposomal formulations of prilocaine, lidocaine and mepivacaine prolong analgesis duration // Can. J. Anesth. 2006. V. 53(11). P. 1092-1097.
11. Sharma A., Sharma U.S. Liposomes in drug delivery: progress and limitations // Int. J. Pharm. 1997. V. 154 P. 123-140.
12. Kępczyński M. et al. Which physical and structural factors of liposome carriers control their drug-loading efficiency? Chem. Phys. Lipids. 2008. V. 155. P. 7-15.
13. Drummond D.C. et al. Optimizing liposomes for delivery of chemotherapeutic agents to solid tumors. Pharmacol. Rew. 1999. V. 51(4). P. 691-743.
14. Ladokhin A.S., Selsted M.E., White S.H. Bilayer interactions of indolicidin, a small antimicrobial peptide rich in tryptophan, proline, and basic amino acids // Biophys. J. 1997. V. 72. P. 794-805.
15. Word R.C., Smejtek P. Partitioning of tetrachlorophenol into lipid bilayers and sarcoplasmic reticulum: effect of length of acyl chains, carbonyl group of lipids and biomembrane structure // J. Membrane Biol. 2005. V. 203. P. 127-142.
16. Santos N.C. et al. Quantifying molecular partition into model systems of biomembranes: an emphasis on optical spectroscopic methods // Biochim. Biophys. Acta. 2003. V. 1612. P. 123-135.
17. Wang J. et al. Lateral sequestration of phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate by the basic effector domain of myristoylated alanine-rich C kinase substrate is due to nonspecific electrostatic interactions // J. Biol. Chem. 2002. V. 277(37). P. 34401–34412.
18. Parry M.J. et al. A versatile method for determining the molar ligand-membrane partition coefficient // J. Fluoresc. 2007. V. 17. P. 97-103.
19. Lakowicz J.R., Hogen D., Omann G. Diffusion and partitioning of a pesticide, lindane, into phosphatidylcholine bilayers: a new fluorescence quenching method to study chlorinated hydrocarbo membrane interactions // Biochim. Biophys. Acta. 1977. V. 471. P. 401–411.
20. Lakowicz J.R. Principles of Fluorescent Spectroscopy, third ed. Plenum Press, New York. 2006.
21. Gudasi K.B. et al. Antimicrobial study of newly synthesized lanthanide(III) complexes of 2-[2-hydroxy-3-methoxyphenyl]-3-[2-hydroxy-3-methoxybenzylamino]-1,2-dihydroquinazolin-4(3H)-one // Met.-Based Drugs 2007. V. 2007. P. 1-7.
22. Rothchild R., Wyss H. NMR studies of drugs. Applications of lanthanide shift reagents to afloqualone, an axially chiral quinazolinone // Spectrosc. Lett. 1994. V. 27(2). P. 225-246.
23. Meshkova S.B. The dependence of the luminescence intensity of lanthanide complexes with β-diketones on the ligand form // J. Fluoresc. 2000. V. 10(4). P. 333-337.
24. Hemmilä I., Laitala V. Progress in lanthanides as luminescent probes // J. Fluoresc. 2005. V. 15(4). P. 529-542.
25. Pihlasalo S. et al. Liposome-based homogeneous luminescence resonance energy transfer // Anal. Biochem. 2009. V. 384. P. 231-237.
26. Zhang X., Lei X., Dai H. Synthesis and characterization of light lanthanide complexes with 5-aminosalicylic acid // Synth. React. Inorg. Met.-Org. Chem. 2004. V. 34(6). P. 1123-1134.
27. Momekov G. et al. Evaluation of the cytotoxic and pro-apoptotic activities of Eu(III) complexes with appended DNA intercalators in a panel of human malignant cell lines // Medicinal Chemistry. 2006. V. 2. P. 439-445.
28. Mui B., Chow L., Hope M.J. Extrusion technique to generate liposomes of defined size // Meth. Enzymol. 2003. V. 367. P. 3-14.
29. Jezewska M.J., Bujalowsk W. Quantitative analysis of ligand-macromolecule interactions using differential dynamic quenching of the ligand fluorescence to monitor the binding // Biophys. Chem. 1997. V. 64. P. 417-420.
30. Ahmad A. et al. Applications of the static quenching of rhodamine B by carbon nanotubes // Chem. Phys. Chem. 2009. V. 10. P. 2251-2255.
31. Vázquer J.L. et al. 6-Fluoroquinolone–liposome interactions: fluorescence quenching study using iodide // Int. J. Pharm. 1998. V. 171(1). P. 75-86.
32. Ferreira H. et al. Partition and location of nimesulide in EPC liposomes: a spectrophotometric and fluorescence study // Anal. Bioanal.Chem. 2003. V. 377. P. 293-298.
33. Lucio M. et al. Interactions between oxicams and membrane bilayers: an explanation for their different COX selectivity // Med. Chem. 2006. V. 2(5). P. 447-456.
34. Fato R. et al. Determination of partition and lateral diffusion coefficients of ubiquinones by fluorescence quenching of n-(9-anthroyloxy)stearic acids in phospholipid vesicles and mitochondrial membranes // Biochem. 1986. V. 25. P. 3378-3390.
35. Valeur B. Molecular fluorescence: principles and applications. Weinheim: Wiley-VCH. 2002.
36. Barenholz Y. et al. Lateral organization of pyrene-labeled lipids in bilayers as determined from the deviation from equilibrium between pyrene monomers and ecximers // J. Biol. Chem. 1996. V. 271(6). P. 3085-3090.
37. Yudintsev A.V. et al. Lipid bilayer interactions of Eu(III) tris-β-diketonato coordination complex // Chem. Phys. Let. 2008. V. 457. P. 417-420.
38. Mattila J.-P., Sabatini K., Kinnunen P.K.J. Oxidized phospholipids as potential novel drug targets // Biophys.J. 2007. V. 93. P. 3105-3112.
2. Zeimer R.C. et al. A potential method for local drug and dye delivery in the ocular vasculature // Investigative ophthalmology & Visual Sci. 1988. V. 29(7). P. 1179-1183.
3. Torchilin V.P. Recent advances with liposomes as pharmaceutical carriers // Nat. Rev. Drug Discovery. 2005. V. 4. P. 145-160.
4. Cavalcanti L.P. et al. Drug loading to lipid-based cationic nanoparticles // Nucl. Instrum. Methods Phys. Res., Sect. B. 2005. V. 238. P. 290-293.
5. Moses A.M. et al. Advancing the field of drug delivery: taking aim at cancer // Cancer Cell. 2003. V. 4. P. 337-341.
6. Gallia G.L., Brem S., Brem H. Local treatment of malignant brain tumors using implantable chemotherapeutic polymers // J Natl. Compr. Canc. Netw. 2005. V. 3(5). P. 721-728.
7. Rawat M. et al. Lipid carriers: a versatile delivery for proteins and peptides // Yakugaku Zasshi. 2008. V. 128(3). P. 269-280.
8. Shaheen S.M. et al. Liposome as a carrier for advanced drug delivery // Pak. J. Biol. Sci. 2006. V. 9(6). P. 1181-1191.
9. Yamauchi M. et al. Release of drugs from liposomes varies with particle size // Biol. Phar. Bull. 2007. V. 30(5). P. 963-966.
10. Cereda C.M.S. et al. Regional anesthesia and pain. Liposomal formulations of prilocaine, lidocaine and mepivacaine prolong analgesis duration // Can. J. Anesth. 2006. V. 53(11). P. 1092-1097.
11. Sharma A., Sharma U.S. Liposomes in drug delivery: progress and limitations // Int. J. Pharm. 1997. V. 154 P. 123-140.
12. Kępczyński M. et al. Which physical and structural factors of liposome carriers control their drug-loading efficiency? Chem. Phys. Lipids. 2008. V. 155. P. 7-15.
13. Drummond D.C. et al. Optimizing liposomes for delivery of chemotherapeutic agents to solid tumors. Pharmacol. Rew. 1999. V. 51(4). P. 691-743.
14. Ladokhin A.S., Selsted M.E., White S.H. Bilayer interactions of indolicidin, a small antimicrobial peptide rich in tryptophan, proline, and basic amino acids // Biophys. J. 1997. V. 72. P. 794-805.
15. Word R.C., Smejtek P. Partitioning of tetrachlorophenol into lipid bilayers and sarcoplasmic reticulum: effect of length of acyl chains, carbonyl group of lipids and biomembrane structure // J. Membrane Biol. 2005. V. 203. P. 127-142.
16. Santos N.C. et al. Quantifying molecular partition into model systems of biomembranes: an emphasis on optical spectroscopic methods // Biochim. Biophys. Acta. 2003. V. 1612. P. 123-135.
17. Wang J. et al. Lateral sequestration of phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate by the basic effector domain of myristoylated alanine-rich C kinase substrate is due to nonspecific electrostatic interactions // J. Biol. Chem. 2002. V. 277(37). P. 34401–34412.
18. Parry M.J. et al. A versatile method for determining the molar ligand-membrane partition coefficient // J. Fluoresc. 2007. V. 17. P. 97-103.
19. Lakowicz J.R., Hogen D., Omann G. Diffusion and partitioning of a pesticide, lindane, into phosphatidylcholine bilayers: a new fluorescence quenching method to study chlorinated hydrocarbo membrane interactions // Biochim. Biophys. Acta. 1977. V. 471. P. 401–411.
20. Lakowicz J.R. Principles of Fluorescent Spectroscopy, third ed. Plenum Press, New York. 2006.
21. Gudasi K.B. et al. Antimicrobial study of newly synthesized lanthanide(III) complexes of 2-[2-hydroxy-3-methoxyphenyl]-3-[2-hydroxy-3-methoxybenzylamino]-1,2-dihydroquinazolin-4(3H)-one // Met.-Based Drugs 2007. V. 2007. P. 1-7.
22. Rothchild R., Wyss H. NMR studies of drugs. Applications of lanthanide shift reagents to afloqualone, an axially chiral quinazolinone // Spectrosc. Lett. 1994. V. 27(2). P. 225-246.
23. Meshkova S.B. The dependence of the luminescence intensity of lanthanide complexes with β-diketones on the ligand form // J. Fluoresc. 2000. V. 10(4). P. 333-337.
24. Hemmilä I., Laitala V. Progress in lanthanides as luminescent probes // J. Fluoresc. 2005. V. 15(4). P. 529-542.
25. Pihlasalo S. et al. Liposome-based homogeneous luminescence resonance energy transfer // Anal. Biochem. 2009. V. 384. P. 231-237.
26. Zhang X., Lei X., Dai H. Synthesis and characterization of light lanthanide complexes with 5-aminosalicylic acid // Synth. React. Inorg. Met.-Org. Chem. 2004. V. 34(6). P. 1123-1134.
27. Momekov G. et al. Evaluation of the cytotoxic and pro-apoptotic activities of Eu(III) complexes with appended DNA intercalators in a panel of human malignant cell lines // Medicinal Chemistry. 2006. V. 2. P. 439-445.
28. Mui B., Chow L., Hope M.J. Extrusion technique to generate liposomes of defined size // Meth. Enzymol. 2003. V. 367. P. 3-14.
29. Jezewska M.J., Bujalowsk W. Quantitative analysis of ligand-macromolecule interactions using differential dynamic quenching of the ligand fluorescence to monitor the binding // Biophys. Chem. 1997. V. 64. P. 417-420.
30. Ahmad A. et al. Applications of the static quenching of rhodamine B by carbon nanotubes // Chem. Phys. Chem. 2009. V. 10. P. 2251-2255.
31. Vázquer J.L. et al. 6-Fluoroquinolone–liposome interactions: fluorescence quenching study using iodide // Int. J. Pharm. 1998. V. 171(1). P. 75-86.
32. Ferreira H. et al. Partition and location of nimesulide in EPC liposomes: a spectrophotometric and fluorescence study // Anal. Bioanal.Chem. 2003. V. 377. P. 293-298.
33. Lucio M. et al. Interactions between oxicams and membrane bilayers: an explanation for their different COX selectivity // Med. Chem. 2006. V. 2(5). P. 447-456.
34. Fato R. et al. Determination of partition and lateral diffusion coefficients of ubiquinones by fluorescence quenching of n-(9-anthroyloxy)stearic acids in phospholipid vesicles and mitochondrial membranes // Biochem. 1986. V. 25. P. 3378-3390.
35. Valeur B. Molecular fluorescence: principles and applications. Weinheim: Wiley-VCH. 2002.
36. Barenholz Y. et al. Lateral organization of pyrene-labeled lipids in bilayers as determined from the deviation from equilibrium between pyrene monomers and ecximers // J. Biol. Chem. 1996. V. 271(6). P. 3085-3090.
37. Yudintsev A.V. et al. Lipid bilayer interactions of Eu(III) tris-β-diketonato coordination complex // Chem. Phys. Let. 2008. V. 457. P. 417-420.
38. Mattila J.-P., Sabatini K., Kinnunen P.K.J. Oxidized phospholipids as potential novel drug targets // Biophys.J. 2007. V. 93. P. 3105-3112.
Цитовано
Як цитувати
Limanskaya, L. A., Yudintsev, A. V., Trusova, V. M., Gorbenko, G. P., Deligeorgiev, T., Vasilev, A., Kaloianova, S., & Lesev, N. (1). Розподіл хелату європію в ліпідний бішар за даними гасіння флуоресценції n-терфенілу й пірену. Біофізичний вісник, 1(24). вилучено із https://periodicals.karazin.ua/biophysvisnyk/article/view/3894
Розділ
Біофізика клітини
Автори, які публікуються у цьому журналі, погоджуються з наступними умовами:
- Автори залишають за собою право на авторство своєї роботи та передають журналу право першої публікації цієї роботи на умовах ліцензії Creative Commons Attribution License, котра дозволяє іншим особам вільно розповсюджувати опубліковану роботу з обов'язковим посиланням на авторів оригінальної роботи та першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Автори мають право укладати самостійні додаткові угоди щодо неексклюзивного розповсюдження роботи у тому вигляді, в якому вона була опублікована цим журналом (наприклад, розміщувати роботу в електронному сховищі установи або публікувати у складі монографії), за умови збереження посилання на першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Політика журналу дозволяє і заохочує розміщення авторами в мережі Інтернет (наприклад, у сховищах установ або на особистих веб-сайтах) рукопису роботи, як до подання цього рукопису до редакції, так і під час його редакційного опрацювання, оскільки це сприяє виникненню продуктивної наукової дискусії та позитивно позначається на оперативності та динаміці цитування опублікованої роботи (див. The Effect of Open Access).
