Регуляторна дія синтетичного нейропептида опіоїдної дії на білковий гомеостаз в умовах холодового стресу
Анотація
Актуальність. Нейропептиди опіоїдної природи здатні регулювати метаболічні процеси через активацію специфічних опіоїдних рецепторів, особливо в умовах стресу. Однак механізми їх впливу на білковий обмін за умов хронічного холодового стресу (ХХС) залишаються малодослідженими. З огляду на важливість підтримання білкового гомеостазу в екстремальних умовах, дослідження ролі нейропептидів у корекції білкового профілю набуває практичного значення для створення нових підходів до фармакологічної адаптації.
Мета роботи: дослідити зміни показників білкового обміну в сироватці крові морських свинок під впливом ХХС, оцінити протекторну дію даларгіну та встановити роль опіоїдної системи в регуляції цих процесів.
Матеріали і методи. У дослідженні використовували морських свинок, яких утримували в умовах ХХС. Зміни білкового обміну оцінювали за вмістом загального білка, альбуміну та глобулінів у сироватці крові, застосовуючи стандартні біохімічні методики. У якості коригуючого засобу використовували синтетичний аналог лей-енкефаліну (даларгін), який вводили у дозі 100 мкг/кг підшкірно за 30 хв до моделювання ХХС.
Результати. У тварин, які зазнавали ХХС, спостерігалось статистично значуще зниження вмісту альбуміну і збільшення глобулінів відносно інтактних значень, що призводило до порушення альбумін-глобулінового коефіцієнта та свідчило про дисбаланс білкового метаболізму. Введення даларгіну сприяло нормалізації альбумін‑глобулінового коефіцієнта шляхом відновлення вмісту глобулінів та альбуміну в крові піддослідних тварин, що свідчить про стабілізацію білкового гомеостазу і протекторну дію даларгіну в умовах ХХС. Крім того, введення даларгіну зменшувало накопичення малонового діальдегіду (МДА) в умовах холодового стресу, демонструючи антиоксидантний та цитопротекторний ефект і забезпечуючи підтримку структурної та функціональної цілісності тканин.
Висновки. Результати дослідження свідчать, що даларгін є перспективним засобом для фармакологічної корекції метаболічних порушень, зумовлених ХХС, оскільки він зменшує накопичення МДА, демонструючи антиоксидантний та цитопротекторний ефект, та підкреслюють важливу роль опіоїдної нейропептидної системи в регуляції білкового обміну й підтримці структурної цілісності тканин за дії екстремальних факторів.
Завантаження
Посилання
Gao R, Shi L, Guo W, Xu Y, Jin X, Yan S, et al. Effects of housing and management systems on the growth, immunity, antioxidation, and related physiological and biochemical indicators of donkeys in cold weather. Animals. 2022;12(18):2405. https://doi.org/10.3390/ani12182405
Gao Y, Liu Y, He J, Zhang Y, Wang T, Wu L, et al. Effects of heat waves and cold spells on blood parameters: a cohort study of blood donors in Tianjin, China. Environ Health Prev Med. 2024;29:25. https://doi.org/10.1265/ehpm.24-00023
Saeki K, Obayashi K, Kurumatani N. Platelet count and indoor cold exposure among elderly people: A cross-sectional analysis of the HEIJO-KYO study. J Epidemiol. 2017;27(12):562–7. https://doi.org/10.1016/j.je.2016.12.018
Moisieieva N, Gulevskyy O, Gorina O. Effect of leu-enkephalin (dalargin) on apoptosis and necrosis of leukocytes after cold stress. Probl Cryobiol Cryomed. 2022;32(1):14–23. https://doi.org/10.15407/cryo32.01.014
Gulevskyy OK, Moisieieva NM, Gorina OL, Sidorenko OS. Preincubation of L929 line fibroblasts with synthetic leu-enkephalin TYR-D-ALA-GLY-PHE-LEU-ARG preserves their proliferative potential under cold stress. Cytol Genet. 2022;56:343–50. https://doi.org/10.3103/S0095452722040053
Tomé D, Benoit S, Azzout-Marniche D. Protein metabolism and related body function: mechanistic approaches and health consequences. Proc Nutr Soc. 2021;80(2):243–51. https://doi.org/10.1017/S0029665120007880
Liu Y, Liu P, Hu Y, Cao Y, Lu J, Yang Y, et al. Cold-induced RNA-binding protein promotes glucose metabolism and reduces apoptosis by increasing AKT phosphorylation in mouse skeletal muscle under acute cold exposure. Front Mol Biosci. 2021;8:685993. https://doi.org/10.3389/fmolb.2021.685993
Kovaničová Z, Karhánek M, Kurdiová T, Baláž M, Wolfrum C, Ukropcová B, et al. Metabolomic analysis reveals changes in plasma metabolites in response to acute cold stress and their relationships to metabolic health in cold-acclimatized humans. Metabolites. 2021;11(9):619. https://doi.org/10.3390/metabo11090619
Manfredi LH, Zanon NM, Garófalo MA, Navegantes LC, Kettelhut IC. Effect of short-term cold exposure on skeletal muscle protein breakdown in rats. J Appl Physiol. 2013;115(10):1496–505. https://doi.org/10.1152/japplphysiol.00474.2013
Zhang X, Xiao J, Jiang M, Phillips CJC, Shi B. Thermogenesis and energy metabolism in brown adipose tissue in animals experiencing cold stress. Int J Mol Sci. 2025;26(7):3233. https://doi.org/10.3390/ijms26073233
Shi H, Yao R, Lian S, Liu P, Liu Y, Yang YY, et al. Regulating glycolysis, the TLR4 signal pathway and expression of RBM3 in mouse liver in response to acute cold exposure. Stress. 2019;22(3):366–76. https://doi.org/10.1080/10253890.2019.1568987
Teleglow A, Romanovski V, Skowron B, Mucha D, Tota Ł, Rosińczuk J, et al. The effect of extreme cold on complete blood count and biochemical indicators: a case study. Int J Environ Res Public Health. 2021;19(1):424. https://doi.org/10.3390/ijerph19010424
Liu Y, Xue N, Zhang B, Lv H, Li S. Cold stress induced liver injury of mice through activated NLRP3/Caspase-1/GSDMD pyroptosis signaling pathway. Biomolecules. 2022;12(7):927. https://doi.org/10.3390/biom12070927
Indo HP, Yen HC, Nakanishi I, Matsumoto K, Tamura M, Nagano Y, et al. A mitochondrial superoxide theory for oxidative stress diseases and aging. J Clin Biochem Nutr. 2015;56:1–7. https://doi.org/10.3164/jcbn.14-42
Kempermann G, Song H, Gage FH. Neurogenesis in the adult hippocampus. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2015;7:a018812. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a018812
Aguilar Diaz De Leon J, Borges CR. Evaluation of oxidative stress in biological samples using the thiobarbituric acid reactive substances assay. J Vis Exp. 2020;159:e61122. https://doi.org/10.3791/61122
Owolabi MA, Abass MM, Emeka PM, Jaja SI, Nnoli M, Dosa BO. Biochemical and histologic changes in rats after prolonged administration of the crude aqueous extract of the leaves of Vitex grandifolia. Pharmacognosy Res. 2010;2(5):273–8. https://doi.org/10.4103/0974-8490.72322
Kim N, Fischer AH, Dyring-Andersen B, Rosner B, Okoye GA. Research techniques mode simple: choosing appropriate statistical methods for clinical research. J Invest Dermatol. 2017;137(10):e173–e178. https://doi.org/10.1016/j.jid.2017.08.007
Zhao FQ, Zhang ZW, Qu JP, Yao HD, Li M, Li S, et al. Cold stress induces antioxidants and Hsps in chicken immune organs. Cell Stress Chaperones. 2014;19(5):635–48. https://doi.org/10.1007/s12192-013-0489-9
Rittié L, Monboisse JC, Gorisse MC, Gillery P. Malondialdehyde binding to proteins dramatically alters fibroblast functions. J Cell Physiol. 2002;191(2):227–36. https://doi.org/10.1002/jcp.10093
Korewo-Labelle D, Karnia MJ, Myślińska D, Kaczor JJ. Impact of chronic cold water immersion and vitamin D3 supplementation on the hippocampal metabolism and oxidative stress in rats. Cells. 2025;14(9):641. https://doi.org/10.3390/cells14090641
Shcheniavskyi ІJ. Cardioprotective effect of enkephalins under immobilization stress. Biotechnol Acta. 2022;15(1):52–60. https://doi.org/10.15407/biotech15.01.052
Zhang J, Wang T, Fang Y, Wang M, Liu W, Zhao J, et al. Clinical significance of serum albumin/globulin ratio in patients with pyogenic liver abscess. Front Surg. 2021;8:677799. https://doi.org/10.3389/fsurg.2021.677799
Martinić R, Sošić H, Turčić P, Konjevoda P, Fučić A, Stojković R, et al. Hepatoprotective effects of Met-enkephalin on acetaminophen-induced liver lesions in male CBA mice. Molecules. 2014;19(8):11833–45. https://doi.org/10.3390/molecules190811833
Duque-Díaz E, Alvarez-Ojeda O, Coveñas R. Enkephalins and ACTH in the mammalian nervous system. Vitam Horm. 2019;111:147–93. https://doi.org/10.1016/bs.vh.2019.05.001
Myrnyi VH, Moisieieva NM. Modulation of nitrogen metabolism under chronic cold stress in guinea pigs: the role of dalargin and naloxone in mediating a protective effect. Bulletin of Problems Biology and Medicine. 2025;3(178):122–8. https://doi.org/10.29254/2077-4214-2025-3-178-122-128
Stein C, Machelska H, Binder W, Schäfer M. Peripheral opioid analgesia. Curr Opin Pharmacol. 2001;1(1):62–5. https://doi.org/10.1016/s1471-4892(01)00005-4
Owczarek D, Cibor D, Mach T, Cieśla A, Pierzchała-Koziec K, Sałapa K, et al. Met-enkephalins in patients with inflammatory bowel diseases. Adv Med Sci. 2011;56(2):158–64. https://doi.org/10.2478/v10039-011-0051-x
Wilenska B, Tymecka D, Włodarczyk M, Sobolewska-Włodarczyk A, Wiśniewska-Jarosińska M, Dyniewicz J, et al. Enkephalin degradation in serum of patients with inflammatory bowel diseases. Pharmacol Rep. 2019;71(1):42–7. https://doi.org/10.1016/j.pharep.2018.08.001
Luo P, Li X, Gao Y, Chen Z, Zhang Q, Wang Z, et al. Central administration of human opiorphin alleviates dextran sodium sulfate-induced colitis in mice through activation of the endogenous opioid system. Front Pharmacol. 2022;13:904926. https://doi.org/10.3389/fphar.2022.904926
Moisieieva N, Gorina O, Akhatova Yu. Effect of dalargin on apoptosis of L929 fibroblasts during cold stress. CryoLetters. 2023;44(6):352–9. https://doi.org/10.54680/fr23610110212
Mann A, Liebetrau S, Klima M, Dasgupta P, Massotte D, Schulz S. Agonist-induced phosphorylation bar code and differential post-activation signaling of the delta opioid receptor revealed by phosphosite-specific antibodies. Sci Rep. 2020;10(1):8585. https://doi.org/10.1038/s41598-020-65589-7
Palkovits M, Baffi JS, Pacak K. Changes in central and peripheral opioid peptide systems during cold stress. Neuroendocrinology. 1988;48(5):514–21.
Myrnyi V, Akhatova Y, Gorina O, Moisieieva N. Correction of hormonal disorders induced by chronic cold stress using synthetic neuropeptide. In: Collection of Scientific Papers «ΛΌГOΣ» [Internet]; 2024 May 24; Zurich, Switzerland; p. 121–3. Available from: https://doi.org/10.36074/logos-24.05.2024.027
Friedman JM. Leptin and the endocrine control of energy balance. Nat Metab. 2019;1(8):754–64. https://doi.org/10.1038/s42255-019-0095-y
Holmes D. Leptin attenuates HPA-axis activation and stress responses. Nat Rev Endocrinol. 2015;11:255. https://doi.org/10.1038/nrendo.2015.34
Yoshikawa M. Bioactive peptides derived from natural proteins with respect to diversity of their receptors and physiological effects. Peptides. 2015;72:208–25. https://doi.org/10.1016/j.peptides.2015.07.013
Авторське право (c) 2026 Н. М. Моісєєва, В. Г. Мирний, Ю. С. Ахатова, О. Л. Горіна
Цю роботу ліцензовано за Міжнародня ліцензія Creative Commons Attribution 4.0.
Автори, які публікуються у цьому журналі, погоджуються з наступними умовами:
- Автори залишають за собою право на авторство своєї роботи та передають журналу право першої публікації цієї роботи на умовах ліцензії Creative Commons Attribution License, котра дозволяє іншим особам вільно розповсюджувати опубліковану роботу з обов'язковим посиланням на авторів оригінальної роботи та першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Автори мають право укладати самостійні додаткові угоди щодо неексклюзивного розповсюдження роботи у тому вигляді, в якому вона була опублікована цим журналом (наприклад, розміщувати роботу в електронному сховищі установи або публікувати у складі монографії), за умови збереження посилання на першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Політика журналу дозволяє і заохочує розміщення авторами в мережі Інтернет (наприклад, у сховищах установ або на особистих веб-сайтах) рукопису роботи, як до подання цього рукопису до редакції, так і під час його редакційного опрацювання, оскільки це сприяє виникненню продуктивної наукової дискусії та позитивно позначається на оперативності та динаміці цитування опублікованої роботи (див. The Effect of Open Access).
