Спектральна поведінка нового бензантронового зонду в модельних мембранах
Ключові слова:
бензантронові барвники, ліпосоми, фосфатидилхолін, кардіоліпін, холестерин, лізоцим
Анотація
В даній роботі була проведена оцінка чутливості нового бензантронового барвника до зміни
фізико-хімічних властивостей ліпідного бішару. Показано, що зонд АМ15 проявляе яскраво
виражену флуоресценцію в ліпідній фазі у порівнянні з буфером, а його зв’язування з модельними
мембранами, що складались із цвіттеріонного ліпіду фосфатидилхоліну і його сумішей із аніонним
ліпідом кардіоліпіном та холестерином супроводжувався зростанням квантового виходу
флуоресценції. Включення кардіоліпіну та холестерину в фосфатидилхоліновий бішар викликало
зменшення ефективності вбудовування АМ15 в ліпосомальні мембрани у порівнянні з
фосфатидилхоліновими ліпосомами. Припускається, що АМ15 локалізується в гідрофобній
області бішару, орієнтуючись паралельно до ацильних ланцюгів ліпідів.
Завантаження
##plugins.generic.usageStats.noStats##
Посилання
1. Kinnunen P.K.J. On the principle of functional ordering in biological membranes // Chem. Phys. Lipids. – 2005. – V. 57. – P. 375-399.
2. Stubbs C.D., Williams B.W. In Lacowicz J.R. (Ed.) Topics in fluorescence spectroscopy // Plenum press, New York. – 1992. – V. 3. – P. 231-271.
3. Epand R.F., Kraayenhof R., Sterk G.J., Sang H., Epand R.M. Fluorescent probes of membrane surface proper-ties // Biochim. Biophys. Acta. – 1996. – V. 1284. – P. 191-195.
4. Lentz B.R. Use of fluorescent probes to monitor molecular order and motion within liposome bilayers // Chem. Phys. Lipids. – 1993. – V. 64. – P. 99-116.
5. Smith J.C. Potential-sensitive molecular probes in membranes of bioenergetic relevance // Biochim. Biophys. Acta. – 1990. – V. 1016. – P. 1-28.
6. Haugland R.P. Handbook of fluorescent probes and research chemicals // Molecular Probes, Leiden. 2001.
7. Visser N.V., A. van Hoek, Visser A.J.W.J.G., Frank J., Apell H.J. Clarke R.G. time-resolved fluorescence investigations of the interaction of the voltage-sensitive probe RH421 with lipid membranes and proteins // Bio-chemistry. – 1995. – V. 34. – P. 11777-11784.
8. Krishna M.M.G., Periasamy N. Fluorescence of organic dyes in lipid membranes: site of solubilization and effects of viscosity and refractive index on lifetimes // J. Fluoresc. – 1998. – V. 8. – P. 81-91.
9. Mui B., L. Chow L., Hope M.J. Extrusion technique to generate liposomes of defined size // Meth. Enzymol. – 2003. – V. 367. – P. 3 - 14.
10. Bartlett G. Phosphorus assay in column chromatography // J. Biol. Chem. – 1959. – V. 234. – P. 466 - 468.
11. Valeur B. Molecular Fluorescence:Principles and Applications // Wiley-VCH Verlag GmbH. 2001.
12. Lakowicz J.R. Principles of fluorescent spectroscopy// Springer: Singapore. 2006.
13. Santos N.C., Prieto M., Castanho M.A.R.B. Quantifying molecular partition into model systems of biomem-branes: an emphasis on optical spectroscopic methods // Biochim. Biophys. Acta. – 2003. – V. 1612. – P. 123 - 135.
14. Ivkov V.G., Berestovsky G.N. Dynamic Structure of Lipid Bilayer// Nauka, Moscow. 1981.
15. Stewart L.C., Kates M. and Smith I.C.P. Synthesis and characterization of deoxy analogues of diphytanyl-glycerol phospholipids // Chem. Phys. Lipids. – 1988. – V. 48. – P. 177-188.
16. Hubner W., Mantsch H.M. and Kates M. Intramolecular hydrogen bonding in cardiolipin // Biochim. Bio-phys. Acta. – 1991. – V. 1066. – P. 166-174.
17. Shibata A., Ikawa K., Shimooka T., Terada H. Significant stabilization of the phosphatidylcholine bilayer structure by incorporation of small amounts of cardiolipin // Biochim. Biophys. Acta. – 1994. – V. 1192. – P. 71-78.
18. Yeagle. P., Hutton W., Huang C. and Martin R. Phospholipid head-group conformations; intermolecular interactions and cholesterol effects. // Biochemistry. – 1977. – V. 16. – P. 4344–4449.
19. Pasenkiewicz-Gierula M., Rog T., Kitamura K., and Kusumi A. Cholesterol effects on the phosphatidylcho-line bilayer polar region: a molecular simulation study.// Biophys. J. – 2000. – V. 78. – P. 1376–1389.
20. Ho C., Slater S., and Stubbs C. Hydration and order in lipid bilayers. // Biochemistry. – 1995. – V. 34. – P. 6188–6195.
21. Jendrasiak G. L. and Hasty J. The hydration of phospholipids. // Biochim. Biophys. Acta. – 1974. – V. 337. – P. 79–91.
22. Merkle H., Subczynski W. K., and Kusumi A. Dynamic fluorescence quenching studies on lipid mobilities in phosphotidylcholine-cholesterol membranes. // Biochim. Biophys. Acta. – 1987. – V. 897. – P. 238–348.
23. Bittman R. and Blau L. The phospholipid-cholesterol interaction. Kinetics of water permeability in lipo-somes. // Biochemistry. – 1972. – V. 11. – P. 4831–4839.
24. Bach D. and Miller I. R. Hydration of phospholipid bilayers in the presence and absence of cholesterol. // Biochim. Biophys. Acta. – 1998. – V. 1368 – P. 216–224.
25. Straume M. and Litman B. Influence of cholesterol on equilibrium and dynamic bilayer structure of unsatu-rated acyl chain phosphatidylcholine vesicles as determined from higher order analysis of fluorescence anisot-ropy decay. // Biochemistry. – 1987. – V. 26. – P. 5121–5126.
26. Rog T. and Pasenkiewicz-Gierula M. Cholesterol effects on the phosphatidylcholine bilayer nonpolar region: a molecular simulation study. // Biophys. J. – 2001. – V. 81. – P. 2190–2202.
27. Demel R. A. and B. de Kruijff The function of sterols in membranes. // Biochim. Biophys. Acta. – 1976. – V. 457. – P. 109–132.
28. Kinnunen PKJ, Koiv A, Lehtonen JYA, Rytomaa M, Mustonen P. Lipid dynamics and peripheral interac-tions of proteins with membrane surface. // Chem. Phys. Lipids. – 1991. – V. 73. – P. 181–207.
29. Ge M., Freed J.H., Hydration, structure, and molecular interactions in the headgroup region of dioleoylphos-phatidylcholine bilayers: an electron spin resonance study. // Biophys. J. – 2003. – V. 85. – P. 4023–4040.
30. Vedamuthu M, Singh S, Onganer Y, Bessire DR, Yin M, Quitevis EL, Robinson GW Universality in isom-erization reactions in polar solvents. // J. Phys. Chem. – 1996. – V. 100. – P. 11907–11913
2. Stubbs C.D., Williams B.W. In Lacowicz J.R. (Ed.) Topics in fluorescence spectroscopy // Plenum press, New York. – 1992. – V. 3. – P. 231-271.
3. Epand R.F., Kraayenhof R., Sterk G.J., Sang H., Epand R.M. Fluorescent probes of membrane surface proper-ties // Biochim. Biophys. Acta. – 1996. – V. 1284. – P. 191-195.
4. Lentz B.R. Use of fluorescent probes to monitor molecular order and motion within liposome bilayers // Chem. Phys. Lipids. – 1993. – V. 64. – P. 99-116.
5. Smith J.C. Potential-sensitive molecular probes in membranes of bioenergetic relevance // Biochim. Biophys. Acta. – 1990. – V. 1016. – P. 1-28.
6. Haugland R.P. Handbook of fluorescent probes and research chemicals // Molecular Probes, Leiden. 2001.
7. Visser N.V., A. van Hoek, Visser A.J.W.J.G., Frank J., Apell H.J. Clarke R.G. time-resolved fluorescence investigations of the interaction of the voltage-sensitive probe RH421 with lipid membranes and proteins // Bio-chemistry. – 1995. – V. 34. – P. 11777-11784.
8. Krishna M.M.G., Periasamy N. Fluorescence of organic dyes in lipid membranes: site of solubilization and effects of viscosity and refractive index on lifetimes // J. Fluoresc. – 1998. – V. 8. – P. 81-91.
9. Mui B., L. Chow L., Hope M.J. Extrusion technique to generate liposomes of defined size // Meth. Enzymol. – 2003. – V. 367. – P. 3 - 14.
10. Bartlett G. Phosphorus assay in column chromatography // J. Biol. Chem. – 1959. – V. 234. – P. 466 - 468.
11. Valeur B. Molecular Fluorescence:Principles and Applications // Wiley-VCH Verlag GmbH. 2001.
12. Lakowicz J.R. Principles of fluorescent spectroscopy// Springer: Singapore. 2006.
13. Santos N.C., Prieto M., Castanho M.A.R.B. Quantifying molecular partition into model systems of biomem-branes: an emphasis on optical spectroscopic methods // Biochim. Biophys. Acta. – 2003. – V. 1612. – P. 123 - 135.
14. Ivkov V.G., Berestovsky G.N. Dynamic Structure of Lipid Bilayer// Nauka, Moscow. 1981.
15. Stewart L.C., Kates M. and Smith I.C.P. Synthesis and characterization of deoxy analogues of diphytanyl-glycerol phospholipids // Chem. Phys. Lipids. – 1988. – V. 48. – P. 177-188.
16. Hubner W., Mantsch H.M. and Kates M. Intramolecular hydrogen bonding in cardiolipin // Biochim. Bio-phys. Acta. – 1991. – V. 1066. – P. 166-174.
17. Shibata A., Ikawa K., Shimooka T., Terada H. Significant stabilization of the phosphatidylcholine bilayer structure by incorporation of small amounts of cardiolipin // Biochim. Biophys. Acta. – 1994. – V. 1192. – P. 71-78.
18. Yeagle. P., Hutton W., Huang C. and Martin R. Phospholipid head-group conformations; intermolecular interactions and cholesterol effects. // Biochemistry. – 1977. – V. 16. – P. 4344–4449.
19. Pasenkiewicz-Gierula M., Rog T., Kitamura K., and Kusumi A. Cholesterol effects on the phosphatidylcho-line bilayer polar region: a molecular simulation study.// Biophys. J. – 2000. – V. 78. – P. 1376–1389.
20. Ho C., Slater S., and Stubbs C. Hydration and order in lipid bilayers. // Biochemistry. – 1995. – V. 34. – P. 6188–6195.
21. Jendrasiak G. L. and Hasty J. The hydration of phospholipids. // Biochim. Biophys. Acta. – 1974. – V. 337. – P. 79–91.
22. Merkle H., Subczynski W. K., and Kusumi A. Dynamic fluorescence quenching studies on lipid mobilities in phosphotidylcholine-cholesterol membranes. // Biochim. Biophys. Acta. – 1987. – V. 897. – P. 238–348.
23. Bittman R. and Blau L. The phospholipid-cholesterol interaction. Kinetics of water permeability in lipo-somes. // Biochemistry. – 1972. – V. 11. – P. 4831–4839.
24. Bach D. and Miller I. R. Hydration of phospholipid bilayers in the presence and absence of cholesterol. // Biochim. Biophys. Acta. – 1998. – V. 1368 – P. 216–224.
25. Straume M. and Litman B. Influence of cholesterol on equilibrium and dynamic bilayer structure of unsatu-rated acyl chain phosphatidylcholine vesicles as determined from higher order analysis of fluorescence anisot-ropy decay. // Biochemistry. – 1987. – V. 26. – P. 5121–5126.
26. Rog T. and Pasenkiewicz-Gierula M. Cholesterol effects on the phosphatidylcholine bilayer nonpolar region: a molecular simulation study. // Biophys. J. – 2001. – V. 81. – P. 2190–2202.
27. Demel R. A. and B. de Kruijff The function of sterols in membranes. // Biochim. Biophys. Acta. – 1976. – V. 457. – P. 109–132.
28. Kinnunen PKJ, Koiv A, Lehtonen JYA, Rytomaa M, Mustonen P. Lipid dynamics and peripheral interac-tions of proteins with membrane surface. // Chem. Phys. Lipids. – 1991. – V. 73. – P. 181–207.
29. Ge M., Freed J.H., Hydration, structure, and molecular interactions in the headgroup region of dioleoylphos-phatidylcholine bilayers: an electron spin resonance study. // Biophys. J. – 2003. – V. 85. – P. 4023–4040.
30. Vedamuthu M, Singh S, Onganer Y, Bessire DR, Yin M, Quitevis EL, Robinson GW Universality in isom-erization reactions in polar solvents. // J. Phys. Chem. – 1996. – V. 100. – P. 11907–11913
Цитовано
Як цитувати
Zhytniakivska, O. A., Kutsenko, O. K., Trusova, V. M., Gorbenko, G. P., Kirilova, E. M., Kirilov, G. K., & Kalnina, I. (1). Спектральна поведінка нового бензантронового зонду в модельних мембранах. Біофізичний вісник, 1(26). вилучено із https://periodicals.karazin.ua/biophysvisnyk/article/view/2714
Розділ
Методи біофізичних досліджень
Автори, які публікуються у цьому журналі, погоджуються з наступними умовами:
- Автори залишають за собою право на авторство своєї роботи та передають журналу право першої публікації цієї роботи на умовах ліцензії Creative Commons Attribution License, котра дозволяє іншим особам вільно розповсюджувати опубліковану роботу з обов'язковим посиланням на авторів оригінальної роботи та першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Автори мають право укладати самостійні додаткові угоди щодо неексклюзивного розповсюдження роботи у тому вигляді, в якому вона була опублікована цим журналом (наприклад, розміщувати роботу в електронному сховищі установи або публікувати у складі монографії), за умови збереження посилання на першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Політика журналу дозволяє і заохочує розміщення авторами в мережі Інтернет (наприклад, у сховищах установ або на особистих веб-сайтах) рукопису роботи, як до подання цього рукопису до редакції, так і під час його редакційного опрацювання, оскільки це сприяє виникненню продуктивної наукової дискусії та позитивно позначається на оперативності та динаміці цитування опублікованої роботи (див. The Effect of Open Access).
