Вплив низькоінтенсивного лазерного випромінювання на фізико-хімічні показники біомембран
Анотація
Актуальність. Дослідження фізичних та молекулярних механізмів впливу низькоінтенсивного лазерного випромінювання (НІЛВ) широкого частотного діапазону на біологічні об’єкти дозволяє з’ясувати проблему лазерної фотомодуляції на рівні природних біологічних мембран та їх модельних аналогів.
Мета роботи. Виявлення молекулярних та фізичних механізмів впливу НІЛВ широкого частотного діапазону на біологічні об'єкти різного рівня складності.
Матеріали та методи. Об’єкти дослідження: одноклітинні організми S. cerevisiae, концентрація клітин в зразку 18×106; модельні ліпідні мембрани з суміші фосфатидилхоліну та кардіоліпіну з різним вмістом компонент (10%, 20% та 40% кардіоліпіну), що моделює поверхневі електричні властивості ліпідних моделей. Спектрофотометричне дослідження перерозподілу зарядів на клітинній поверхні здійснювали з використанням барвника бромтимолового синього. Комплексоутворення цитохрому с з модельними мембранами досліджували спектрофотометрично на довжині хвилі смуги Соре (405–410 нм). Вплив низькоінтенсивного лазерного випромінювання з довжиною хвилі та щільністю потужності, відповідно: 337 нм, 2,8 мВт/см2; 532 нм, 9,5 мВт/см2; 70,5 мкм, 10,0 мВт/см2 на клітинну поверхню дріжджів; 632,8 нм, 5,1 мВт/см2 на ліпосоми з різним білок-ліпідним складом.
Результати. НІЛВ широкого частотного діапазону спричиняє зміну поверхневих електричних властивостей клітин S. cerevisiae, а саме, перерозподіл поверхневих зарядів клітинної мембрани, як наслідок реєструється зміна поверхневого мембранного потенціалу. Опромінення зразків модельних ліпідних мембран гелій-неоновим лазером призводить до зміни поверхневих характеристик ліпосом, що впливає на кінетичні параметри утворення білок-ліпідних комплексів за участю цитохрома с.
Висновки. Мішенню процесів лазерної фотомодуляції є поверхня біологічної мембрани як природних клітин, на прикладі клітин дріжджів, так і модельних ліпідних мембран з суміші фосфоліпідів з різним вмістом компонент. Створення ліпідних моделей, за білковим та ліпідним складом наближених до природних мембран, дозволяє в моделі передбачити реакцію клітинних мембран на дію НІЛВ, зрозуміти молекулярні механізми процесів лазерної фотомодуляції.
Завантаження
Посилання
Santos FP, Carvalhos CA and Figueiredo-Dias M. Review New insights into photobiomodulation of the vaginal microbiome-A. Critical Review Int. J. Mol. Sci. 2023;24:13507. https://doi.org/10.3390/ijms241713507
Grangeteau C, Lepinois F, Winckler P, Perrier-Cornet JM, Dupont S, Beney L. Cell death mechanisms induced by photo-oxidation studied at the cell scale in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Front Microbiol. 2018;5(9):2640 https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.02640
Lubart R, Lavi R, Friedmann H, Rochkind S, Photochemistry and Photobiology of Light Absorption by Living Cells Photomedicine and Laser Surgery. 2006;24(2):179–85 https://doi.org/10.1089/pho.2006.24.179
Zhu R, Avsievich T, Su X, Bykov A, Popov A, Meglinski I. Hemorheological alterations of red blood cells induced by 450-nm and 520-nm laser radiation. J Photochem Photobiol B. 2022;230:112438. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2022.112438
Elblbesy MA. Comparative In Vitro Study: Examining 635 nm laser and 265 nm ultraviolet interaction with blood. Photobiomodul Photomed Laser Surg. 2019;37(6):342–8. https://doi.org/10.1089/photob.2018.4611
Cui Y, Guo Z, Zhao Y, Zheng Y, Qiao Y, Cai J et al. Reactive effect of low intensity He-Ne laser upon damaged ultrastructure of human erythrocyte membrane in Fenton system by atomic force microscopy. Acta Biochimica et Biophysica Sin. (Shanghai) 2007;39(7):484–9 https://doi.org/10.1111/j.1745-7270.2007.00309.x
Hamblin MR. Mechanisms and mitochondrial redox signaling in photobiomodulation. Photochemistry and Photobiology. 2018;94(2):199–212. https://doi.org/10.1111/php.12864
Baldassarro VA, Alastra G, Lorenzini L, Giardino L, Calzà L. Photobiomodulation at defined wavelengths regulates mitochondrial membrane potential and redox balance in skin fibroblasts. Oxid Med Cell Longev 2023;24:7638223 https://doi.org/10.1155/2023/7638223
Bensadoun RJ, Epstein JB, Nair RG, Barasch A, Raber-Durlacher JE, Migliorati C et al. Safety and efficacy of photobiomodulation therapy in oncology: A systematic review. Cancer Med. 2020;9(22):8279–300. https://doi.org/10.1002/cam4.3582
Berni M, Brancato AM, Torriani C, Bina V, Annunziata S, Cornella E et al. The Role of Low-Level Laser Therapy in Bone Healing: Systematic Review. Int J Mol Sci. 2023;24(8):7094. https://doi.org/10.3390/ijms24087094
Nejatifard M, Asefi S, Jamali R, Hamblin MR, Fekrazad R. Probable positive effects of the photobiomodulation as an adjunctive treatment in COVID-19: A systematic review. Cytokine. 2021; 137:155312. https://doi.org/10.1016/j.cyto.2020.155312
da Silva TG, Ribeiro RS, Mencalha AL, de Souza Fonseca A. Photobiomodulation at molecular, cellular, and systemic levels. Lasers Med. Sci. 2023;38(136):77. https://doi.org/10.1007/s10103-023-03801-6
Maki Y, Kushibiki T, Sano T, Ogawa T, Komai E, Takahashi S et al. 1270 nm near-infrared light as a novel vaccine adjuvant acts on mitochondrial photoreception in intradermal vaccines. Front. Immunol. 2022;13:1028733. https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.1028733
Yokomizo S, Katagiri W, Maki Y, Sano T, Inoue K, Fukushi M, et al. Brief exposure of skin to near-infrared laser augments early vaccine responses. Nanophotonics. 2021;10:3187–97. https://doi.org/10.1515/nanoph-2021-0133
Cronshaw M, Parker S, Grootveld M, Lynch E. Photothermal effects of high-energy photobiomodulation therapies: an in vitro investigation Biomedicines 2023;11(6):1634. https://doi.org/10.3390/biomedicines11061634
Itoh S, Okada H, Kuboi T, Kusaka T. Phototherapy for neonatal hyperbilirubinemia. 2017;59:959–66. https://doi.org/10.1111/ped.13332
Liebert AD, Bicknell BT, Adams RD. Protein conformational modulation by photons: A mechanism for laser treatment effects Medical Hypotheses 82.2014;275–81 https://doi.org/10.1016/j.mehy.2013.12.009
Freitas De Freitas L, Hamblin MR. Proposed mechanisms of photobiomodulation or low-level light therapy. IEEE Journal of Selected Topics in Quantum Electronics. 2016;22(3):348–64. https://doi.org/10.1109/JSTQE.2016.2561201
Huanmei Suna, Jiajun Liua, Yifei Lib, Jing Wanga, Yajun Zhanga Characterization of the heterogeneous adsorption of three drugs on immobilized bovine serum albumin by adsorption energy distribution. Journal of Chromatography B. 2019;1125(1):121727. https://doi.org/10.1016/j.jchromb.2019.121727
Kremer JMH, Esker MWJ, Pathmamanoharan C, Wiersema PH. Vesicles of variable diameter prepared by a modified injection method. Biochemistry. 1977;16(17):3932–5 https://doi.org/10.1021/bi00636a033
Stano P, Bufali S, Pisano C, Bucci F, Barbarino M, Santaniello M, Carminati P, Luisi PL. Novel camptothecin analogue (gimatecan)-containing liposomes prepared by the ethanol injection method. J. Liposome Res, 2004;14(1–2):87–109 https://doi.org/10.1081/LPR-120039794
Matsuzaki K, Murase O, Sugishita K, Yoneyama S, Akada K, Ueha M, Nakamura A, Kobayashi S. Optical characterization of liposomes by right angle light scattering and turbidity measurement Biochimica et Biophysica Acta 1467 (2000) 219–26 https://doi.org/10.1016/S0005-2736(00)00223-6
Gorbenko GP. Kinetics of conformational changes of methemoglobin complexed with liposomes. The Ukrainian Biochemical Journal. 1998;70(3):68–72. (In Ukrainan)
Szeremeta M, Petelska AD, Kotyn´ska J, Pepin´ski W, Naumowicz M, Figaszewski ZA, et al. Changes in surface charge density of blood cells in fatal accidental hypothermia. J Membrane Biol. 2015;248:1175–80. https://doi.org/10.1007%2Fs00232-015-9838-1
Aharon D, Weitman H, Ehrenberg B. The effect of liposomes’ surface electric potential on the uptake of hematoporphyrin Biochimica et Biophysica Acta. 2011;1808:2031–5 https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2011.03.015
Dreval VI, Finashin AV, Barannik EA. Study of bromthymol blue binding with plasma membranes. The Ukrainian Biochemical Journal, 1989;61(2):94–8. (In Ukrainan)
Luvisetto S, Cola С, Conover ТЕ, Azzone GF. Tracking of proton flow during transition from anaerobiosis to steady state in rat liver mitochondria. Biochimica et Biophysica Acta. 1990;1018:77–90 https://doi.org/10.1016/0005-2728(90)90113-I
Eddy АА, Barnett JA. A history of research on yeasts 11. The study of solute transport: the first 90 years, simple and facilitated diffusion. Yeast. 2007;24(12):1023–59 https://doi.org/10.1002/yea.1572
De Nobel JG, Barnett JA. Passage of molecules through yeast cell walls: a brief essay-review. Yeast. 1991;7(4):313–23 https://doi.org/10.1002/yea.320070402
De Nobel JG, Klis FM, Munnik T, Priem J, Ende H. An assay of relative cell wall porosity in Saccharomyces cerevisiae, Kluyveromyces lactis and Schizosaccharomyces pombe. Yeast. 199;6(6):483–90 https://doi.org/10.1002/yea.320060605
Camponeschi I, Montanari A, Mazzoni C, Bianchi MM. Light Stress in Yeasts: Signaling and Responses in Creatures of the Night. Int. J. Mol. Sci. 2023;24:6929. https://doi.org/10.3390/ijms24086929
Robertson JB, Davis CR, Johnson CH. Visible light alters yeast metabolic rhythms by inhibiting respiration. Proc Natl Acad Sci USA. 2013;110(52):21130–5 https://doi.org/10.1073/pnas.1313369110
Gierke AM, Hessling M. Photoinactivation by UVA radiation and visible light of Candida auris compared to other fungi. Photochem Photobiol Sci. 2024;23(4):681–92 https://doi.org/10.1007/s43630-024-00543-4
Salichos L, Rokas A. The diversity and evolution of circadian clock proteins in fungi. Mycologia. 2010;102(2):269–78 https://doi.org/10.3852/09-073
Bodvard K, Peeters K, Roger F, Romanov N, et al. Light-sensing via hydrogen peroxide and a peroxiredoxin. Nat. Commun. 2017;24(8):14791 https://doi.org/10.1038/ncomms14791
Mi XQ, Chen JY, Cen Y, Liang ZJ, Zhou LW. A comparative study of 632.8 and 532 nm laser irradiation on some rheological factors in human blood in vitro Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology 74 (2004) 7–12 https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2004.01.003
Al Musawi MS, Jaafar MS, Al-Gailani, Ahmed NM, Suhaimi FM, Suardi N. Effects of low-level laser irradiation on human blood lymphocytes in vitro Lasers Med Sci. 2017;32(2):405–11 https://doi.org/10.1007/s10103-016-2134-1
Vakifahmetoglu-Norberg H, Ouchida AT, Norberg E. The role of mitochondria in metabolism and cell death, Biochem. Biophys. Res. Commun. 2017;482(3):426–31. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2016.11.088
Hüttemann M, Pecina P, Rainbolt M, Sanderson TH, Kagan VE, Samavati L, et al. The multiple functions of cytochrome c and their regulation in life and death decisions of the mammalian cell: from respiration to apoptosis, Mitochondrion. 2011;11:369–81. https://doi.org/10.1016/j.mito.2011.01.010
Ikon N, Ryan RO. Cardiolipin and mitochondrial cristae organization. Biochim Biophys Acta Biomembr. 2017;1859(6):1156–63. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2017.03.013
Gorbenko GP. Resonance energy transfer study of hemoglobin and cytochrome complexes with lipids. Biochim. Biophis. Acta.1998;12(24):13–4. https://doi.org/10.1016/S0005-2728(98)00140-6
Zaidi S, Hassan MI, Islam A, Ahmad F. The role of key residues in structure, function, and stability of cytochrome-c, Cell. Mol. Life Sci.2014;71:229–55. https://doi.org/10.1007/s00018-013-1341-1.
Bertini I, Cavallaro G, Rosato A. Cytochrome c: occurrence and functions. Chem. Rev. 2006;106:90–115. https://doi.org/10.1021/cr050241v.
Schweitzer-Stenner R. Relating the multi-functionality of cytochrome c to membrane binding and structural conversion, Biophys. Rev. 2018;10:1151–85. https://doi.org/10.1007/s12551-018-0409-4.
Fox CA, Ryan RO. Studies of the cardiolipin interactome. Prog Lipid Res. 2022;88:101195. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2022.101195
Gasanoff ES, Yaguzhinsky LS, Garab G. Cardiolipin, Non-Bilayer Structures and Mitochondrial Bioenergetics: Relevance to Cardiovascular Disease. Cells. 2021;10(7):1721. https://doi.org/10.3390/cells10071721
Авторське право (c) 2024 Л. В. Січевська, Т. М. Овсяннікова, А. О. Коваленко, І. А. Забєліна, О. М. Левченко, О. В. Гурін, В. П. Берест
Цю роботу ліцензовано за Міжнародня ліцензія Creative Commons Attribution 4.0.
Автори, які публікуються у цьому журналі, погоджуються з наступними умовами:
- Автори залишають за собою право на авторство своєї роботи та передають журналу право першої публікації цієї роботи на умовах ліцензії Creative Commons Attribution License, котра дозволяє іншим особам вільно розповсюджувати опубліковану роботу з обов'язковим посиланням на авторів оригінальної роботи та першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Автори мають право укладати самостійні додаткові угоди щодо неексклюзивного розповсюдження роботи у тому вигляді, в якому вона була опублікована цим журналом (наприклад, розміщувати роботу в електронному сховищі установи або публікувати у складі монографії), за умови збереження посилання на першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Політика журналу дозволяє і заохочує розміщення авторами в мережі Інтернет (наприклад, у сховищах установ або на особистих веб-сайтах) рукопису роботи, як до подання цього рукопису до редакції, так і під час його редакційного опрацювання, оскільки це сприяє виникненню продуктивної наукової дискусії та позитивно позначається на оперативності та динаміці цитування опублікованої роботи (див. The Effect of Open Access).
