Кінетична модель змін генетичного контролю клітин у стані проліферації та диференціації
Ключові слова:
проліферація, диференціація, константа швидкості реакції, кінетична модель, генетичний контроль
Анотація
Побудовано кінетичну модель змін генетичних систем клітини у стані проліферації та диференціації. Показано, що процеси проліферації та диференціації у клітинах регулюються на генному, хромосомному, мембранному та клітинному рівнях. Настання проліферації зумовлюється рядом генів, зокрема генами гістонів, генами транспорту та генами-стимуляторами проліферації. Активація цих генів опосередковується транскрипційними факторами, які утворюються клітиною внаслідок активації генів клітинного циклу, яка зумовлена рівнем деполяризації клітинної мембрани. Настання диференційної програми зумовлюється активацією структурних генів і синтезом ними структурних білків клітини. Активація цих генів, ймовірно, зумовлена гіперполяризацією клітинної мембрани. Побудована нами кінетична модель узагальнює і об’єднує зміни на всіх рівнях у клітинах, у стані проліферації та диференціації.
Завантаження
##plugins.generic.usageStats.noStats##
Посилання
1. Coila B. Cell differentiation and proliferation biology / B. Coila // Biology. – 2009. – V. 32. – P. 241–250.
2. Ravasi T. The transcriptional network that controls growth arrest and differentiation in a human myeloid leukemia cell line / T. Ravasi // Nature Genetics. – 2009. – V. 41. – P. 553–562.
3. Zavitz K. Controlling cell proliferation in differentiating tissues: genetic analysis of negative regulators of Gl-S-phase progression / K. Zavitz, L. Zipursky // Current opinion in cell biology. – 1997. – V. 9. – P. 773–781.
4. Ho L. An embryonic stem cell chromatin remodeling complex, esBAF, is essential for embryonic stem cell self-renewal and pluripotency / L. Ho, J. Ronan, J. Wu // Proceedings of the National Academy of Sciences. – 2009. – V. 106(13). – P.5181–5186.
5. Stein L. J. Control of cell cycle regulated histone genes during proliferation and differentiation / L. J. Stein, J. B. Lian, J. S. Stein // Int J Obes Relat Metab Disord. – 1996. – V. 3. – P. 84–90.
6. Allen R. E. Hepatocyte growth factor activates quiescent skeletal muscle satellite cells in vitro / R. E. Allen, S. M. Sheehan, R. G. Taylor // Journal of Cellular Physiology. – 1995. – V. 165(2). – P. 307–312.
7. Floss T. A role for FGF-6 in skeletal muscle regeneration / T. Floss, H. H. Arnold, T. Braun // Genes Dev. – 1997. – V. 11(16). – P. 2040–2051.
8. Kastner S.Gene Expression Patterns of the Fibroblast Growth Factors and Their Receptors During Myogenesis of Rat Satellite Cells / S. Kastner, M. C. Elias, A. J. Rivera // Journal of Histochemistry and Cytochemistry. – 2000. – V. 48(8). – P. 1079–1096.
9. Lee M. H. Transient upregulation of CBFA1 in response to bone morphogenetic protein-2 and transforming growth factor β1 in C2C12 myogenic cells coincides with suppression of the myogenic phenotype but is not sufficient for osteoblast differentiation / M. H. Lee, A. Javed, H. J. Kim // J Cell Biochem. – 1999. – V. 73. – P. 114–125.
10. Minoo P. Loss of Proliferative Potential during Terminal Differentiation Coincides with the Decreased Abundance of a Subset of Heterogeneous Ribonuclear Proteins / P. Minoo, W. Sullivan, L. Solomon // J Cell Biol. – 1989. – V. 109(5). – P. 1937–1946.
11. Seale P. Pax7 is required for the specification of myogenic satellite cells / P. Seale, L. A. Sabourin, A. Girgis-Gabardo // Cell. – 2000. – V. 102(6). – P. 777–786.
12. Sheehan S. M. Skeletal muscle satellite cell proliferation in response to members of the fibroblast growth factor family and hepatocyte growth factor / S. M. Sheehan, R. E. Allen // J Cell Physiol. – 1999. – V. 181(3). – P. 499–506.
13. Tatsumi R. HGF/SF Is Present in Normal Adult Skeletal Muscle and Is Capable of Activating Satellite Cells / R. Tatsumi, J. E. Anderson, C. J. Nevoret // Developmental Biology. – 1998. – V. 194(1). – P. 114–128.
14. Tatsumi R. Release of Hepatocyte Growth Factor from Mechanically Stretched Skeletal Muscle Satellite Cells and Role of pH and Nitric Oxide / R. Tatsumi, A. Hattori, Y. Ikeuchi // Molecular Biology of the Cell. – 2002. – V. 13(8). – P. 2909–2918.
15. Yablonka-Reuveni Z. Fibroblast Growth Factor Promotes Recruitment of Skeletal Muscle Satellite Cells in Young and Old Rats / Z. Yablonka-Reuveni, R. Seger, A. J. Rivera // Journal of Histochemistry and Cytochemistry. – 1999. – V. 47(1). – P. 23–42.
16. Canalis E. Bone Morphogenetic Proteins, Their Antagonists, and the Skeleton / E. Canalis, A. N. Economides, E. Gazzero // Endocr. Rev. – 2003. – V. 24(2). – P. 218–235.
17. Füchtbauer E. M. MyoD and myogenin are coexpressed in regenerating skeletal muscle of the mouse / E. M. Füchtbauer, H. Westphal // Developmental Dynamics: An Official Publication of the American Association of Anatomists. – 1992. – V. 193(1). – P. 34–39.
18. Grounds M. D. Identification of skeletal muscle precursor cells in vivo by use of MyoD1 and myogenin probes / M. D. Grounds, K. L. Garrett, M.C. Lai // Cell and Tissue Research. – 1992. – V. 267(1). – P. 99–104.
19. Yablonka-Reuveni Z. Temporal expression of regulatory and structural muscle proteins during myogenesis of satellite cells on isolated adult rat fibers / Z. Yablonka-Reuveni, A. J. Rivera // Developmental Biology. – 1994. – V. 164(2). – P. 588–603.
20. Zammit P. S. Muscle satellite cells adopt divergent fates: a mechanism for self-renewal / P. S. Zammit, J. P. Golding, Y. Nagata // The Journal of Cell Biology. – 2004. – V. 166(3). – P. 347–357.
21. Sundelacruz S. Role of Membrane Potential in Regulation of Cell Proliferation and Differentiation / S. Sundelacruz, M. Levin, D. Kaplan // Stem Cell Rev and Rep. – 2009. – V. 5. – P. 231–246.
22. Sundelacruz S. Membrane Potential Controls Adipogenic and Osteogenic Differentiation of Mesenchymal Stem Cells / S. Sundelacruz, M. Levin, D. Kaplan // PLoS ONE. – 2008. – V. 3(11). – P. 325–342.
23. Kai X. Identification of proliferation/differentiation switch in the cellular network of multicellular organisms / X. Kai, D. Dong, Z. Shanshan // Plos Computational Biology. – 2006. – V. 4. – P. 124–148.
24. Cone C. D. Unified theory on the basic mechanism of normal mitotic control and oncogenesis / C. D. Cone // Journal of Theoretical Biology. – 1971. – V. 30. – P. 151–181.
25. Binggeli R. Membrane potentials and sodium channels: Hypotheses for growth regulation and cancer formation based on changes in sodium channels and gap junctions / R. Binggeli, R. C. Weinstein // Journal of Theoretical Biology. – 1986. – V. 123. – P. 377–401.
26. Putney L. K. Na-H Exchange-dependent Increase in Intracellular pH Times G2/M Entry and Transition / L. K. Putney // Journal of Biological Chemistry. – 2003. – V. 278. – P. 44645–44649.
2. Ravasi T. The transcriptional network that controls growth arrest and differentiation in a human myeloid leukemia cell line / T. Ravasi // Nature Genetics. – 2009. – V. 41. – P. 553–562.
3. Zavitz K. Controlling cell proliferation in differentiating tissues: genetic analysis of negative regulators of Gl-S-phase progression / K. Zavitz, L. Zipursky // Current opinion in cell biology. – 1997. – V. 9. – P. 773–781.
4. Ho L. An embryonic stem cell chromatin remodeling complex, esBAF, is essential for embryonic stem cell self-renewal and pluripotency / L. Ho, J. Ronan, J. Wu // Proceedings of the National Academy of Sciences. – 2009. – V. 106(13). – P.5181–5186.
5. Stein L. J. Control of cell cycle regulated histone genes during proliferation and differentiation / L. J. Stein, J. B. Lian, J. S. Stein // Int J Obes Relat Metab Disord. – 1996. – V. 3. – P. 84–90.
6. Allen R. E. Hepatocyte growth factor activates quiescent skeletal muscle satellite cells in vitro / R. E. Allen, S. M. Sheehan, R. G. Taylor // Journal of Cellular Physiology. – 1995. – V. 165(2). – P. 307–312.
7. Floss T. A role for FGF-6 in skeletal muscle regeneration / T. Floss, H. H. Arnold, T. Braun // Genes Dev. – 1997. – V. 11(16). – P. 2040–2051.
8. Kastner S.Gene Expression Patterns of the Fibroblast Growth Factors and Their Receptors During Myogenesis of Rat Satellite Cells / S. Kastner, M. C. Elias, A. J. Rivera // Journal of Histochemistry and Cytochemistry. – 2000. – V. 48(8). – P. 1079–1096.
9. Lee M. H. Transient upregulation of CBFA1 in response to bone morphogenetic protein-2 and transforming growth factor β1 in C2C12 myogenic cells coincides with suppression of the myogenic phenotype but is not sufficient for osteoblast differentiation / M. H. Lee, A. Javed, H. J. Kim // J Cell Biochem. – 1999. – V. 73. – P. 114–125.
10. Minoo P. Loss of Proliferative Potential during Terminal Differentiation Coincides with the Decreased Abundance of a Subset of Heterogeneous Ribonuclear Proteins / P. Minoo, W. Sullivan, L. Solomon // J Cell Biol. – 1989. – V. 109(5). – P. 1937–1946.
11. Seale P. Pax7 is required for the specification of myogenic satellite cells / P. Seale, L. A. Sabourin, A. Girgis-Gabardo // Cell. – 2000. – V. 102(6). – P. 777–786.
12. Sheehan S. M. Skeletal muscle satellite cell proliferation in response to members of the fibroblast growth factor family and hepatocyte growth factor / S. M. Sheehan, R. E. Allen // J Cell Physiol. – 1999. – V. 181(3). – P. 499–506.
13. Tatsumi R. HGF/SF Is Present in Normal Adult Skeletal Muscle and Is Capable of Activating Satellite Cells / R. Tatsumi, J. E. Anderson, C. J. Nevoret // Developmental Biology. – 1998. – V. 194(1). – P. 114–128.
14. Tatsumi R. Release of Hepatocyte Growth Factor from Mechanically Stretched Skeletal Muscle Satellite Cells and Role of pH and Nitric Oxide / R. Tatsumi, A. Hattori, Y. Ikeuchi // Molecular Biology of the Cell. – 2002. – V. 13(8). – P. 2909–2918.
15. Yablonka-Reuveni Z. Fibroblast Growth Factor Promotes Recruitment of Skeletal Muscle Satellite Cells in Young and Old Rats / Z. Yablonka-Reuveni, R. Seger, A. J. Rivera // Journal of Histochemistry and Cytochemistry. – 1999. – V. 47(1). – P. 23–42.
16. Canalis E. Bone Morphogenetic Proteins, Their Antagonists, and the Skeleton / E. Canalis, A. N. Economides, E. Gazzero // Endocr. Rev. – 2003. – V. 24(2). – P. 218–235.
17. Füchtbauer E. M. MyoD and myogenin are coexpressed in regenerating skeletal muscle of the mouse / E. M. Füchtbauer, H. Westphal // Developmental Dynamics: An Official Publication of the American Association of Anatomists. – 1992. – V. 193(1). – P. 34–39.
18. Grounds M. D. Identification of skeletal muscle precursor cells in vivo by use of MyoD1 and myogenin probes / M. D. Grounds, K. L. Garrett, M.C. Lai // Cell and Tissue Research. – 1992. – V. 267(1). – P. 99–104.
19. Yablonka-Reuveni Z. Temporal expression of regulatory and structural muscle proteins during myogenesis of satellite cells on isolated adult rat fibers / Z. Yablonka-Reuveni, A. J. Rivera // Developmental Biology. – 1994. – V. 164(2). – P. 588–603.
20. Zammit P. S. Muscle satellite cells adopt divergent fates: a mechanism for self-renewal / P. S. Zammit, J. P. Golding, Y. Nagata // The Journal of Cell Biology. – 2004. – V. 166(3). – P. 347–357.
21. Sundelacruz S. Role of Membrane Potential in Regulation of Cell Proliferation and Differentiation / S. Sundelacruz, M. Levin, D. Kaplan // Stem Cell Rev and Rep. – 2009. – V. 5. – P. 231–246.
22. Sundelacruz S. Membrane Potential Controls Adipogenic and Osteogenic Differentiation of Mesenchymal Stem Cells / S. Sundelacruz, M. Levin, D. Kaplan // PLoS ONE. – 2008. – V. 3(11). – P. 325–342.
23. Kai X. Identification of proliferation/differentiation switch in the cellular network of multicellular organisms / X. Kai, D. Dong, Z. Shanshan // Plos Computational Biology. – 2006. – V. 4. – P. 124–148.
24. Cone C. D. Unified theory on the basic mechanism of normal mitotic control and oncogenesis / C. D. Cone // Journal of Theoretical Biology. – 1971. – V. 30. – P. 151–181.
25. Binggeli R. Membrane potentials and sodium channels: Hypotheses for growth regulation and cancer formation based on changes in sodium channels and gap junctions / R. Binggeli, R. C. Weinstein // Journal of Theoretical Biology. – 1986. – V. 123. – P. 377–401.
26. Putney L. K. Na-H Exchange-dependent Increase in Intracellular pH Times G2/M Entry and Transition / L. K. Putney // Journal of Biological Chemistry. – 2003. – V. 278. – P. 44645–44649.
Цитовано
Як цитувати
Stadnyk, I. V., & Sanagursky, D. I. (1). Кінетична модель змін генетичного контролю клітин у стані проліферації та диференціації. Біофізичний вісник, 1(29). вилучено із https://periodicals.karazin.ua/biophysvisnyk/article/view/2349
Розділ
Біофізика складних систем
Автори, які публікуються у цьому журналі, погоджуються з наступними умовами:
- Автори залишають за собою право на авторство своєї роботи та передають журналу право першої публікації цієї роботи на умовах ліцензії Creative Commons Attribution License, котра дозволяє іншим особам вільно розповсюджувати опубліковану роботу з обов'язковим посиланням на авторів оригінальної роботи та першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Автори мають право укладати самостійні додаткові угоди щодо неексклюзивного розповсюдження роботи у тому вигляді, в якому вона була опублікована цим журналом (наприклад, розміщувати роботу в електронному сховищі установи або публікувати у складі монографії), за умови збереження посилання на першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Політика журналу дозволяє і заохочує розміщення авторами в мережі Інтернет (наприклад, у сховищах установ або на особистих веб-сайтах) рукопису роботи, як до подання цього рукопису до редакції, так і під час його редакційного опрацювання, оскільки це сприяє виникненню продуктивної наукової дискусії та позитивно позначається на оперативності та динаміці цитування опублікованої роботи (див. The Effect of Open Access).
