Температурно-сольовий стрес як спосіб підвищення виходу цінних метаболітів та збільшення термінів збереження мікроводоростей
Анотація
Актуальність. Мікроводорості важливі для промислового виробництва деяких хімічних речовин, таких як вуглеводи, пептиди, ліпіди та каротиноїди. Є багато способів, за допомогою яких можна підвищити вихід цінних хімічних речовин з клітин мікроводоростей. Вони можуть включати зниження температури культивування та зміну складу середовища для росту.
Мета роботи. Вивчити механізми адаптації Dunaliella salina Teodoresco та Chlorocoсcum dissectum Korshikov до низької температури та розробити методику їх гіпотермічного зберігання.
Матеріали і методи. Об’єктом дослідження були одноклітинні зелені мікроводорості D. salina та Ch. dissectum. Культивування здійснювали відповідно до стандартних методик. Холодову адаптацію (протягом 24 годин) та гіпотермічне зберігання (упродовж 3–30 днів) культур здійснювали при 4 °С без освітлення. Життєздатність та пігментний аналіз клітин вивчали за допомогою методів світлової та конфокальної мікроскопії. Alamar Blue (AB) тест використовували в якості експрес-методу оцінки метаболічної активності Ch. dissectum та D. salina до та після холодової адаптації.
Результати. Дослідження показали, що знижена температура культивування та підвищена солоність середовища росту збільшує флуоресценцію барвника NR у клітинах D. salina та не впливає на цей показник в Ch. dissectum. Було встановлено, що 24-годинна експозиція суспензій обох культур при 4 °C не призводить до значного зниження відносних одиниць флуоресценції за АВ-тестом. Зберігання при 4 °C не спричиняє втрату життєздатності та рухливості досліджених мікроводоростей протягом 30 днів.
Висновки. Депонування D. salina при 4 °C протягом 24 годин збільшує виробництво каротиноїдів порівняно з інтактною культурою на відміну від Ch. dissectum, де не зафіксовано достовірних відмінностей, незалежно від складу середовища росту. Короткочасна дія низьких температур не призводить до істотного зниження метаболічної активності D. salina та Ch. dissectum. Зберігання музейної колекційної культури D. salina та Ch. dissectum можливо протягом 30 днів при 4 °C без значної втрати метаболічної активності, рухливості та концентрації клітин. Отримані результати демонструють, що поєднана дія підвищеної солоності та низьких температур може збільшити вихід цінних метаболітів.
Завантаження
Посилання
de Morais MG, VazBda S, de Morais EG, Costa JA. Biologically Active Metabolites Synthesized by Microalgae. BioMed Res Int. 2015:835761. https://doi.org/10.1155/2015/835761
Amaro HM, Barros R, Guedes AC, Sousa-Pinto I, Malcata FX. Microalgal compounds modulate carcinogenesis in the gastrointestinal tract. Trends Biotechnol. 2013;31(2):92–8. https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2012.11.004
Palavra AMF, Coelho JP, Barroso JG, Rauter AP, Fareleira JMNA, Mainar A, et al. Supercritical carbon dioxide extraction of bioactive compounds from microalgae and volatile oils from aromatic plants. J Supercrit Fluids. 2011;60:21–7. https://doi.org/10.1016/j.supflu.2011.04.017
Singh NK, Dhar DW. Microalgae as second generation biofuel. A review. Agron Sustain Dev. 2011;31(4):605–29. https://doi.org/10.1007/s13593-011-0018-0
Priyadarshani I, Rath B. Commercial and industrial applications of micro algae. A review. J Algal Biomass Utln. 2012;3(4):89–100. Available from: http://storage.unitedwebnetwork.com/files/521/0213bc4222e0f127a5b84f709383cf88.pdf
Ermilova E. Cold Stress Response: An Overview in Chlamydomonas. Front Plant Sci. 2020;11:569437. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.569437
Ankush MAT. Monitoring of Shatt Al-Arab River using water quality environment modeling and Benthic diatoms indices. PhD Thesis. College of Agriculture, University of Basrah. 2013:143. 2006.
Nalley JO, O’Donnell DR, Litchman E. Temperature effects on growth rates and fatty acid content in freshwater algae and cyanobacteria. Algal Res. 2018;35:500–7. https://doi.org/10.1016/j.algal.2018.09.018
Raven JA, Geider RJ. Temperature and algal growth. New Phytol. 1998;110:441–61. Available from: https://www.jstor.org/stable/2434905
Singh SP, Singh P. Effect of temperature and light on the growth of algae species: a review. Renew Sust Energ Rev. 2015;50:431–44. https://doi.org/10.1016/j.rser.2015.05.024
Lynch DV, Thompson GA. Low temperature-induced alterations in the chloroplast and microsomal membranes of Dunaliella salina. Plant Physiol. 1982;69:1369–75. https://doi.org/10.1104/pp.69.6.1369
Sushchik NN, Kalacheva GS, Zhila NO, Gladyshev MI, Volova TG. A temperature dependence of the intra- and extracellular fatty-acid composition of green algae and cyanobacterium. Russ J Plant Physiol. 2003;50:374–80. https://doi.org/10.1023/A:1023830405898
Cvetkovska M, Hüner NPA, Smith DR. Chilling out: the evolution and diversification of psychrophilic algae with a focus on Chlamydomonadales. Polar Biol. 2017;40:1169–84. https://doi.org/10.1007/s00300-016-2045-4
Margesin R, Miteva V. Diversity and ecology of psychrophilic microorganisms. Res Microbiol. 2011;162(3):346–61. https://doi.org/10.1016/j.resmic.2010.12.004
Collins T, Margesin R. Psychrophilic lifestyles: mechanisms of adaptation and biotechnological tools. Appl Microbiol Biotechnol. 2019;103(7):2857–71. https://doi.org/10.1007/s00253-019-09659-5
Marx JG, Carpenter SD, Deming JW. Production of cryoprotectant extracellular polysaccharide substances (EPS) by the marine psychrophilic bacterium Colwellia psychrerythraea strain 34H under extreme conditions. Can J Microbiol. 2009;55(1):63–72. https://doi.org/10.1139/W08-130
Mock T, Otillar R, Strauss J, McMullan M, Paajanen P, Schmutz J, et al. Evolutionary genomics of the cold-adapted diatom Fragilariopsis cylindrus. Nature. 2017;541:536–40. https://doi.org/10.1038/nature20803
Schulze PSC, HulattChJ, Morales-Sánchez D, Wijffels RH, Kiron V. Fatty acids and proteins from marine cold adapted microalgae for biotechnology. Algal Res. 2019;42:101604. https://doi.org/10.1016/j.algal.2019.101604
Song H, He M, Wu Ch, GuCh, Wang Ch. Global transcriptomic analysis of an Arctic Chlorella-Arc reveals its eurythermal adaptivity mechanisms. Algal Res. 2020;46:101792. https://doi.org/10.1016/j.algal.2020.101792
Valledor L, Furuhashi T, Hanak AM, Weckwerth W. Systemic cold stress adaptation of Chlamydomonas reinhardtii. Mol Cell Proteomics. 2013;12(8):2032–47. https://doi.org/10.1074/mcp.M112.026765
Raymond JA, Morgan-Kiss R, Stahl-Rommel S. Glycerol is an osmoprotectant in two antarctic Chlamydomonas species from an ice-covered saline lake and is synthesized by an unusual bidomain enzyme. Front Plant Sci. 2020;11:1259. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.0 1259
Tafreshi АH, Shariati М. Dunaliella biotechnology: methods and applications. J Appl Microbiol. 2009;107: 14–35. https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.2009.04153.x
Aravantinou AF, Manariotis ID. Effect of operating conditions on Chlorococcum sp. growth and lipid production. J Environ Chem Eng. 2016;1(4):1217–23. https://doi.org/10.1016/j.jece.2016.01.028
Rippka R, Deruelles J, Waterbury JB, Herdman M, Stanier RY. Generic Assignments, Strain Histories and Properties of Pure Cultures of Cyanobacteria. Microbiology. 1979;111:1–61. https://doi.org/10.1099/00221287-111-1-1
Sathasivan R, Juntawong N. Modified medium for enhanced growth of Dunaliella strains. Int J Curr Sci. 2013;5:67–73. Available from: https://www.researchgate.net/publication/322635532
Absher M. Chapter 1 — Hemocytometer Counting. In: Kruse PF, and Patterson MR, editors. Tissue Culture. Methods and Applications. NY: Academic Press; 1973:395–7. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-427150-0.50098-X
Breed RS, Dotterrer WD. The Number of Colonies Allowable on Satisfactory Agar Plates. J Bacteriol. 1916;1:321–31. https://doi.org/10.1128/jb.1.3.321-331.1916
Chernobai NA, Vozovik KD, Kadnikova NG. Comparative analysis of methods for assessing the safety of Dunaliella salina Teodoresco and Chlorococcum dissectum Korshikov (Chlorophyta) microalgae cultures after exposure to stress factors. Algologia. 2021;31(4):353–64. https://doi.org/10.15407/alg31.04.353
Halim R, Webley PA. Nile Red staining for oil determination in microalgal cells: a new insight through statistical modeling. Int J Chem Eng 2015:695061. https://doi.org/10.1155/2015/695061
Rumin J, Bonnefond H, Saint-Jean B, Rouxel C, Sciandra A, Bernard O, et al. The use of fluorescent Nile red and BODIPY for lipid measurement in microalgae. Biotechnol Biofuels Bioprod. 2015;8:42. https://doi.org/10.1186/s13068-015-0220-4
Автори, які публікуються у цьому журналі, погоджуються з наступними умовами:
- Автори залишають за собою право на авторство своєї роботи та передають журналу право першої публікації цієї роботи на умовах ліцензії Creative Commons Attribution License, котра дозволяє іншим особам вільно розповсюджувати опубліковану роботу з обов'язковим посиланням на авторів оригінальної роботи та першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Автори мають право укладати самостійні додаткові угоди щодо неексклюзивного розповсюдження роботи у тому вигляді, в якому вона була опублікована цим журналом (наприклад, розміщувати роботу в електронному сховищі установи або публікувати у складі монографії), за умови збереження посилання на першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Політика журналу дозволяє і заохочує розміщення авторами в мережі Інтернет (наприклад, у сховищах установ або на особистих веб-сайтах) рукопису роботи, як до подання цього рукопису до редакції, так і під час його редакційного опрацювання, оскільки це сприяє виникненню продуктивної наукової дискусії та позитивно позначається на оперативності та динаміці цитування опублікованої роботи (див. The Effect of Open Access).
