Вплив умов низькотемпературного зберігання на життєздатність мікроводорості Chlorococcum dissectum

  • К. Возовик Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України https://orcid.org/0000-0002-9743-001X
  • Н. Шевченко Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України https://orcid.org/0000-0001-6794-1444
Ключові слова: мікроводорості, C. dissectum, життєздатність, низькотемпературне зберігання, кріоконсервування

Анотація

Chlorococcum dissectum Korshikov, 1953 ‒ одноклітинна прісноводна зелена водорість, здатна до накопичення та депонування ліпідів у клітини. Незалежно від походження та таксономічної класифікації, біотехнологічно важливі мікроорганізми та клітинні лінії є біологічними ресурсами, які використовують для виробництва різних продуктів. Метою роботи було визначення впливу режимів низькотемпературного зберігання на її життєздатність. Використовували такі температури: –18, –40, –70, –196°С. Для забезпечення –18°С використовували звичайний побутовий морозильник. Охолодження до –40 та –70°С проводили з неконтрольованими швидкостями охолодження шляхом вміщення кріопробірок безпосередньо у морозильні камери або з використанням контейнера для заморожування Mr. Frosty, який забезпечує швидкість зниження температури 1 град/хв. Заморожування до –196°С відбувалося шляхом прямого занурення кріопробірок у рідкий азот та за умов двоетапного охолодження зі швидкістю 1 та 20 град/хв. до –40°С з подальшим перенесенням у кріосховище. Життєздатність C. dissectum визначали шляхом підрахунку колоній, які сформувалися на агаризованому поживному середовищі BG-11. Встановлено, що внаслідок заморожування до –18°С та зберігання протягом двох діб клітини повністю втрачали свою життєздатність. Кріоконсервування до –196°С за усіх досліджених варіантів та неконтрольована швидкість охолодження до –40 та –70°С, а також подальше зберігання таких зразків за цих температур призводило до значної або повної втрати життєздатності. Охолодження у контейнері для заморожування Mr. Frosty до –40 та –70°С не впливало на здатність клітин до колонієутворення, при цьому, зберігання C. dissectum за температури –40°С не приводило до значної втрати життєздатності протягом усього терміну дослідження, а за –70°С зовсім не змінювало цього показника. Отримані результати показали, що для середньострокового та довготривалого зберігання суспензійної культури C. dissectum перспективним є контрольоване охолодження та використання морозильних камер з температурою –40°С та –70°С відповідно. Для підвищення життездатності зразків після охолодження до температури рідкого азоту необхідно розробити режими кріоконсервування з використанням кріопротекторів.

Завантаження

##plugins.generic.usageStats.noStats##

Біографії авторів

К. Возовик, Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України

вул. Переяславська, 23, Харків, Україна, 61015, k.vozovik@gmail.com

Н. Шевченко, Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України

вул. Переяславська, 23, Харків, Україна, 61015, shevchenko_nadyusha@ukr.net

Посилання

Abreu L., Borges L., Marangoni J., Abreu P.C. (2012). Cryopreservation of some useful microalgae species for biotechnological exploitation. Journal of Applied Phycology, 24(6), 1579–1588. https://doi.org/10.1007/s10811-012-9818-0

Al-Rikabey M.N., Al-Mayah A.M. (2018). Cultivation of Chlorella vulgaris in BG-11 media using Taguchi method. Jour. of Adv. Research in Dynamical & Control System, 10(7), 19–30.

Ananyina G.E., Stepanyuk L.V., Visekantsev I.P., Petrov I.V. (2020). Influence of hypothermic and low-temperature storage conditions on the viability of immobilized probiotic Bifidobacterium bifidum. Actual problems of modern medicine: Bulletin of the Ukrainian Medical Stomatological Academy, 3(71),185–191. (In Ukrainian)

Aravantinou A.F., Manariotis I.D. (2016). Effect of operating conditions on Chlorococcum sp. growth and lipid production. Journal of Environmental Chemical Engineering, 4(1), 1217–1223. https://doi.org/10.1016/j.jece.2016.01.028

Bui T.V.L., Ross I.L., Jakob G., Hankamer B. (2013). Impact of procedural steps and cryopreservation agents in the cryopreservation of chlorophyte microalgae. PloS one, 8(11), e78668. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0078668

Charrier B., Wichard T., Reddy C.R.K. (Eds.). (2018). Protocols for macroalgae research. CRC Press. 518 p. https://doi.org/10.1201/b21460

Chernobai N.A., Vozovik K.D., Kadnikova N.G. (2021). Comparative analysis of methods for assessing the preservation of microalgae cultures of Dunaliella salina Teodoresco and Chlorococcum dissectum Korshikov (Chlorophyta) after exposure to stress factors, Algologia, 31(4), 353–364. https://doi.org/10.15407/alg31.04.353 (In Ukrainian)

Day J.G., Fleck R.A. (2015). Cryo-injury in algae and the implications this has to the conservation of micro-algae. Microalgae Biotechnol, 1(1), 1–11. https://doi.org/10.1515/micbi-2015-0001

Day J.G., Harding K. (2008). Cryopreservation of algae. Plant cryopreservation: a practical guide. Springer, New York, NY. 95–116. https://doi.org/10.1007/978-0-387-72276-4_6

Day J.G., Brand J.J. (2005). Cryopreservation methods for maintaining microalgal cultures. Algal Culturing Techniques. Academic Press, Elsevier. 165–187. http://dx.doi.org/10.1016/B978-012088426-1/50013-5

Hasan C.M.M., Aftabuddin S., Sharif M., Khan M. (2016). Triacylglycerol profile of a microalga Chlorococcum sp. as a potential biofuel feedstock. Journal of Bangladesh Academy of Sciences, 40(2), 147–153. https://doi.org/10.3329/jbas.v40i2.30770

Hipkin R., Day J.G., Rad-Menéndez C., Mock T. (2014). The first evidence for genotypic stability in a cryopreserved transgenic diatom. Journal of Applied Phycology, 26(1), 65–71. https://doi.org/10.1007/s10811-013-0047-y

Kapoore R.V., Huete-Ortega M., Day J.G. et al. (2019). Effects of cryopreservation on viability and functional stability of an industrially relevant alga. Scientific Reports, 9(1), 1–12. https://doi.org/10.1038/s41598-019-38588-6

Kirsop B.E., Doyle A. (1991). Maintenance of microorganisms and cultured cells: a manual of laboratory methods. ed. 2. Academic Press Inc. 308 p. https://doi.org/10.1016/0169-4758(92)90255-z

Lorenz M., Friedl T., Day J.G. (2005). Perpetual maintenance ofactively metabolizingmicroalgal cultures. Algal culturing techniques. Academic Press, Elsevier. 145–155. http://dx.doi.org/10.1016/B978-012088426-1/50011-1

McWilliams A. (2018). Microbial products: technologies, applications and global markets. Wellesley: BCC Research. 132 p.

Nakanishi K., Deuchi K., Kuwano K. (2012). Cryopreservation of four valuable strains of microalgae, including viability and characteristics during 15 years of cryostorage. Journal of Applied Phycology, 24(6), 1381–1385. https://doi.org/10.1007/s10811-012-9790-8

Rehman Z.U., Anal A.K. (2019). Enhanced lipid and starch productivity of microalga (Chlorococcum sp. TISTR 8583) with nitrogen limitation following effective pretreatments for biofuel production. Biotechnology Reports, 21, e00298. https://doi.org/10.1016/j.btre.2018.e00298

Sharma N.K., Rai A.K., Stal L.J. (2013). Cyanobacteria: an economic perspective. John Wiley & Sons. i– xxv. http://dx.doi.org/10.1002/9781118402238

Smith D., Ryan M.J. (2008). The impact of OECD best practice on the validation of cryopreservation techniques for microorganisms. CryoLetters, 29(1), 63–72.

Walters C., Wheeler L., Stanwood P.C. (2004). Longevity of cryogenically stored seeds. Cryobiology, 48(3), 229–244. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2004.01.007

Опубліковано
2022-12-30
Цитовано
Як цитувати
Возовик, К., & Шевченко, Н. (2022). Вплив умов низькотемпературного зберігання на життєздатність мікроводорості Chlorococcum dissectum. Вісник Харківського національного університету імені В. Н. Каразіна. Серія «Біологія», 39, 12-19. https://doi.org/10.26565/2075-5457-2022-39-2
Розділ
КРІОБІОЛОГІЯ